WO1993016095A1 - Oligothionucleotides - Google Patents

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Abstract

La présente invention a pour objet des composés chimiques constitués par un oligo-4'-thio-2'désoxyribonucléotide ou un oligo-4'-thioribonucléotide alpha ou bêta, caractérisés en ce qu'ils comportent un enchaînement de 4'-thio-2'désoxyribonucléotides ou 4'-thioribonucléotides respectivement, enchaînement pouvant être facultativement lié à un agent effecteur, notamment un radical correspondant à un agent d'intercalation ou un radical chimique ou photoactivable, tel qu'un radical porteur d'une fonction réagissant directement ou indirectement avec les chaînes de nucléotides ou un radical dont la présence permet une détection facile et sensible. Elle a également pour objet des procédés de préparations de ces composés et leurs applications thérapeutiques, diagnostiques ou à titre de réactifs de laboratoire.

Description

OLIGOTHIONUCLEOTIDES
La présente invention concerne des composés chimiques nouveaux, ainsi que leurs applications. Les composés chimiques selon la présente invention sont des composés oligonucléotides constitués au moins en partie par un oligo 4'-thio-ribonucléotide ou un oligo 4'-thio-2'désoxyribonucléotide comportant un enchaînement de 4'thionucléotides.
Les composés selon l'invention peuvent présenter la configuration anomérique naturelle bêta ou la configuration anomérique non naturelle alpha.
Ainsi sont représentés par les formules (a) et (b) respectivement des 4'-thionucléotides alpha(a) et bêta(b)
Figure imgf000003_0001
Figure imgf000003_0002
(a) et (b) représentent des 4'-thionucléosides, il faut rajouter un phosphate en 5' pour obtenir des nucléotides.
Dans ces conditions, de multiples utilisations à finalités biologiques et même pharmacologiques déjà connues pour les oligonucléotides peuvent être envisagées et ceci avec plus d'efficacité.
Plus précisément, la présente invention, a pour objet des composés chimiques constrtués par un oligo 4'-thioribonucléotide ou un oligo-4'-thio-2'désoxyribonucléotide, caractérisés en ce qu'ils comportent un enchaînement de 4'-thioribonucléotides ou 4'-thio-2'désoxyribonucléotides respectivement, enchaînement pouvant être facultativement lié à un agent effecteur, notamment, un radical correspondant à un agent d'intercalation ou un radical chimique ou photoactivable, tel qu'un radical porteur d'une fonction réagissant directement ou indirectement avec les chaînes de nucléotides ou un radical dont la présence permet une détection facile et sensible.
En particulier, l'invention a pour objet les nouveaux dérivés oligo-4'-thionucléotides, leur préparation et leur emploi notamment comme sondes permettant la détection d'une séquence définie d'acides nucléiques, comme nucleases artificielles spécifiques de séquences d'ADN ou d'ARN ou bien comme agents de biocage sélectif de l'expression d'un gène qu'il soit endogène (par exemple, gène oncogène) ou exogène (par exemple ADN ou ARN de virus, de parasites ou de bactéries).
Dans les demandes de brevet français FR 8301223 (2 540 122) et FR 841 1795 (2 568 254) ont été décrits des composés chimiques constitués par un oligonucléotide ou un oligodésoxynucléotide comportant un enchaînement de nucléotides naturels ou modifiés, c'est-à-dire des bêta-nucléotides, sur lesquel se trouve fixé par une liaison covalente au moins un groupe intercalant, qui possèdent la propriété de bloquer sélectivement l'expression d'un gène et qui, de ce fait, sont particulièrement utiles en thérapeutique comme substances antivirales, antibiotiques, antiparasitaires ou antitumoraies.
Dans la demande internationale PCT WO 83/01451, a été décrite une méthode pour bloquer la traduction de TARN messager (ARNm) en protéine par hybridation de l'ARNm avec un oligonucléotide ayant la séquence complémentaire de l'ARNm, l'oligonucleotide étant stabilisé sous forme phosphotriester.
Dans la demande internationale WO 88/04301 ont été décrits des oligonucléotides de configuration anomérique alpha présentant des appariements parallèles avec des séquences complémentaires.
La Chimiothérapie par les oligonucléotides antisens concerne des cibles à ARN ou à ADN de tous les organismes vivants (cellules, bactéries, parasites, virus ou oncogènes).
L'utilisation d'oligonucléotides antisens synthétiques ayant la même structure que les acides nucléiques naturels se heurte principalement en milieu biologique à des problèmes de sensibilité aux nucleases et de pénétration cellulaire. Pour pallier ces limites, des analogues oligonucléotidiques susceptibles d'être plus résistants vis à vis des nucleases et de mieux pénétrer dans les cellules à travers la membrane cytopiasmique ont été synthétisés.
II a en effet été décrit dans la technique antérieure des dérivés de composés oligonucléotides résistant mieux aux dégradations enzymatiques dont la partie phosphate était modifiée en thiophosphate ou méthyiphosphonate notamment. Toutefois ces dérivés présentent une chiralité au niveau du phosphate susceptible de générer des diastéréoisomères insolubles.
La présente invention fournit une nouvelle classe d'oligonucléotides chimères les 4'-thio-oligonucléotides dans lesquels l'oxygène intracyclique du cycle furannose a été remplacé par un atome de soufre.
Il a en effet maintenant été trouvé, et c'est ce qui fait l'objet de la présente invention, que la substitution de l'oxygène par un soufre sur la partie sucre des nucléosides plutôt que sur le groupement phosphate d'une part, assure la solubilité des oligomères et, d'autre part, pourrait accroître leur pénétration dans la cellule cible, la substitution de l'oxygène par l'élément soufre rendant la molécule plus lipophile.
Les dérivés de 4'-thionucléotides forment des complexes d'hybridation avec les séquences complémentaires d'ARN beaucoup pius stables que ceux formés avec l'ADN et que, vis-à-vis des ARNs, les dérivés de 4'-thionucléotides forment des complexes d'hybridation plus stables que les dérivés de bêta-nucléotides naturels.
Parmi les composés, selon la présente invention, on peut citer plus particulièrement les composés oligomères bêta de formule
Figure imgf000005_0001
dans laquelle : les radicaux ß peuvent être identiques ou différents et représentent chacun une base d'un acide nucléique éventuellement modifiée, activable et/ou comportant un groupement intercalant ; les radicaux X peuvant être identiques ou différents et représentent chacun un oxoanion O - , un thioanion S - , un groupe 'alkyle, un groupe aicoxy, aryloxy, un groupe aminoalkyle, un groupe aminoalcoxy, un groupe thioalkyle, un radical alkyle ou aicoxy substitué par un hétérocycle azoté ou un groupement -Y-Z ;
R et R', qui peuvent être identiques ou différents, représentent chacun un atome d'hydrogène ou un groupement -Y-Z ou Y'-Z' ;
Y et Y' identiques ou différents représentent chacun un radical alcoylène droit ou ramifié -alk- ou un radical choisi parmi , , , , , alk-O-alk
Figure imgf000006_0005
Figure imgf000006_0004
Figure imgf000006_0002
Figure imgf000006_0006
, et avec U = O, S ou N
Figure imgf000006_0007
Figure imgf000006_0001
Figure imgf000006_0008
En particulier, Y et Y' représentent un radical choisi parmi , ,
Figure imgf000006_0009
Figure imgf000006_0010
Figure imgf000006_0011
avec U = O, S ou N
E peut avoir les mêmes significations que X excepté Y-Z ou Y'-Z' ;
L représente O, S ou -NH- ;
n et n' représentent un nombre entier y compris 0 ;
J représente un atome d'hydrogène ou un groupe hydroxy ;
Z et Z', identiques ou différents, représentent chacun OH ou un radical correspondant à un agent effecteur, notamment un radical correspondant à un agent d'intercalation ou un radical porteur d'une fonction qui réagit directement ou indirectement avec les chaînes de nucléotides ou un radical dont la présence permet une détection facile et sensible.
Dans cette formule I, on utilise la représentation condensée des nucléotides suivante :
Figure imgf000007_0001
qui correspond à la formule développée
Figure imgf000007_0002
sur laquelle ont été mentionnées les extrémités (3') et (5').
Il convient de remarquer que la formule I représente un enchaînement de 4'-thionucléotides qui peuvent être identiques ou différents, de configuration D ou L, n indiquant simplement le nombre de nucléotides compris dans la molécule ; n est de préférence un nombre compris entre 1 et 50, et de préférence encore entre 1 et 25.
On cite en particulier les produits pour lesquels L représente l'oxygène ; R et R' représentent l'hydrogène et B une base nucléique naturelle, soit adénine, thymine, cytosine ou guanine quand J = H et adénine, uracile, cytosine et guanine quand J = OH.
Les agents d'intercalation sont des produits connus dans les techniques relatives aux acides nucléiques ; ce sont des composés capables de "s'intercaler" dans la structure des ADN ou des ARN, c'est-à-dire capables de s'insérer entre les plateaux de base des acides nucléiques.
Les agents d'intercalation peuvent être choisis parmi les composés polycychques ayant une configuration plane tels que l'acridine et ses dérivés, la furocourmarine et ses dérivés, la daunomycine et les autres dérivés de l'anthracycline, la 1 , 10-phénanthroline, la phénanthridine et ses dérivés, la proflavine, les porphyrines, les dérivés du dipyrido [ 1,2-a : 3',2'-d] imidazole, l'ellipticine ou l'elhpticinium et leurs dérivés et le diazapyrène et ses dérivés.
Les radicaux chimiques réactifs peuvent être des radicaux pouvant réagir directement ou indirectement avec une chaîne de nucléotides pour former une liaison covalente ou pour la modifier chimiquement, ou pour la couper. De préférence, ces radicaux chimiques réactifs sont activables, par exemple, par voie chimique, biochimique ou photochimique.
Les radicaux réactifs activables peuvent être choisis parmi l'acide éthylène-diamme-tétraacétique, l'acide diéthylène-triaminepentaacétique, les porphyrines, la 1 , 10-phénanthroline, l'azido-4 acétophénone, l'éthylène-imine, la bêta-chioroéthylamine, le psoralène et leurs dérivés, et les composés aromatiques absorbant les radiations du proche ultra-violet ou du visible ou pouvant réagir chimiquement avec les constituants nucléiques.
Plus particulièrement, les radicaux chimiquement activables en présence d'ions métalliques, d'oxygène et d'un agent réducteur (acide éthylène-diamine-tétraacétique, acide diéthylène-tri-amine-pentaacétique, porphyrine, phénanthroline) induisent la coupure dans des séquences d'acides nucléiques situées dans leur voisinage.
Par irradiation dans le domaine du visible ou du proche ultra-violet, il est possible d'activer les dérivés qui absorbent ces radiations et de réaliser des réactions de pontage ou des réactions photo-induites (coupure et modification des bases nucléiques) des acides nucléiques sur lesquels est fixé l'oligothionucléotide porteur du groupement activable. Parmi les radicaux Z et Z' peuvent être plus particulièrement cites :
- les radicaux dérivés de l'acide éthyiène-diamine-tétra-acérique de formule :
Figure imgf000009_0001
- les radicaux dérivés de l'acide diéthyiène-triamine-pentaacétique, - les radicaux dérivés de la methylpyrroporphyrine de formule :
Figure imgf000009_0002
- les radicaux dérivés de la phénanthroline de formule
Figure imgf000009_0003
- les radicaux dérivés de l'acridine
Figure imgf000010_0001
- les radicaux dérivés de la proflavine
Figure imgf000010_0002
R représentant un groupement amino (NH2) ou azido (N3) - les radicaux dérivés de la biotine
Figure imgf000010_0003
- les radicaux dérivés de l'azido-4 acetophenone de formule :
Figure imgf000010_0004
Le radical ß peut être, de préférence, choisi parmi les bases nucléiques naturelles (thymine, adénine, cytosine, guanine, uracile) mais il est possible d'utiliser des bases nucléiques modifiées. Peuvent être cités l'amino-2 adénine et ses dérivés substitués, par exemple, sur l'atome d'azote N par un radical aminoalkylène ou par un radical azidophényl-alkylène, la guanine substituée sur l'atome d'oxygène O 6, par exemple, par un groupement (w-alkylène)-9-acridine, la (w-aminoalkyl)-amino-8-adénine et ses dérivés substitués sur le radical amino en w par un groupe acridine, ou les dérivés halogènes ou azidés tels que le bromo-5 uracile, l'azido-8 adénine, la 7-déazaadénine, la 7-déazaguanine. Il est possible également d'utiliser des dérivés des bases nucléiques comportant un groupement intercalant ou un groupement chimiquement ou photochimiquement activable.
Ainsi, la fonctionnalisation de C ou T par un groupement aziridine en position 4 conduit à la formation de pontages covalents CH 2-CH 2 entre les deux brins complémentaires sur respectivement G et A. Donc, plus particulièrement, le radical ß est alors choisi parmi la 4-azido-cytosine ou la 4-azido-thymine.
De préférence, le radical X représente un oxoanion. Cependant, le radical X peut représenter un radical, alkyle contenant 1 à 7 atomes de carbone (méthyle, éthyle, propyle), un radical aicoxy dont la partie alkyle contient 1 à 7 atomes de carbone (méthoxy, éthoxy, diméthyl-2,2 propyloxy), un radical aminoalkyle ou aminoalcoxy de formule générale R1R 2N-alk-A- dans laquelle A représente une liaison ou un atome d'oxygène, -alk- représente un radical alkyiene contenant 1 à .10 atomes de carbone et R1 et R2 , identiques ou différents, représentent un atome d'hydrogène ou un radical alkyle contenant 1 à 7 atomes de carbone ou forment ensemble avec l'atome d'azote auquel ils sont liés un hétérocycle azoté saturé à 5 ou 6 chaînons, étant entendu que le groupement R1R2N-peut être quaternarise, ou un radical alcoylthio dont la partie alcoyle contient 1 à 7 atomes de carbone.
Dans la formule (I), le radical -alk- est de préférence un radical alcoylène droit ou ramifié ayant de 1 à 10 atomes de carbone. En particulier, à partir des fonctions alcool terminales 3' ou 5' de l'oligothionucleotide, l'effecteur Z peut donc être introduit via une chaîne (CH2)n liée à une fonctionnalisation Z', de natures diverses à la partie osidique de l'oligomère.
A partir de la formule suivante :
Figure imgf000012_0001
on obtiendra, selon ce que représente Z' 1 , par exemple
- un phosphate ou méthyl phosphonate de formule
Figure imgf000012_0002
U = O, N ou S
- un éther de formule générale
Figure imgf000012_0003
- un ester de formule générale :
Figure imgf000012_0004
ou encore
- un carbamate de formule générale :
Figure imgf000012_0005
En général, n' est compris entre 1 et 10. La présente invention concerne également les composés précédents sous forme de sel avec des bases ou des acides, et les composés sous forme racémique, ou sous forme d'isomètres R ou S optiques purifiés ou en mélange, de formule (I).
La présente invention concerne de préférence les composés précédents de formule (I) dans la série D.
On cite en particulier les produits composés D-oligothionucléotide de formule générale :
Figure imgf000013_0001
dans laquelle J et X sont définis comme précédemment pour les composés de formule (I) et ß représente une base nucléique naturelle.
Les oligonucléotides selon la présente invention peuvent se présenter sous forme de séquences homogènes, comme dans les composés de formule (I) ou sous forme d'ohgomères mixtes, c'est-à-dire sous forme de séquences particulières incluses dans d'autres types d'oligonucléotides de type ADN ou ARN, modifiés ou non au niveau de l'enchaînement phosphate, ces derniers corresondant à des composés de formule (I), dans lesquels l'oxygène intracyclique du. cycle furannose est rétabli. La présente invention a donc également pour objet des composés oiigomères mixtes caractérisés en ce qu'ils sont constitués par des composés oligothionucleotides selon l'invention liés à des oligonucléotides de type ADN ou ARN. On entend ici par "oligonucléotides de type ADN ou ARN" une séquence d'acides nucléiques de type ADN ou ARN modifiés ou non au niveau de l'enchaînement phosphate et dans lesquels l'hétéroatome intracyclique du cycle furannose des nucléotides est l'oxygène.
La présente invention a notamment pour objet des composés oligomères mixtes constitués par une séquence oligothionucléotidique selon l'invention, comprenant une séquence oligonucleotidique de type ADN ou ARN en son sein ou à une de ses extrémités.
Dans un mode de réalisation particulier, donc, la séquence oligonucleotidique, de type ADN ou ARN, est encadrée par deux séquences d'oligothioribonucléo.tides.
Les nouveaux produits de formule générale (I) ou oligomères mixtes en comportant peuvent être préparés par voie chimique par des procédés connus et, en particulier, ceux qui sont décrits dans les demandes de procédés connus et, en particulier, ceux qui sont décrits dans les demandes de brevets français FR 8301223 (2 540 122) et FR 841 1795 (2 568 254), WO 88/04301 et FR 88 122648.
Les composés oligothionucleotides notamment de formule (I) peuvent être préparés par voie chimique par des procédés dans lesquels on applique des synthèses au phosphodiester, au phosphotriester, au phosphoramidite ou à l'hydrogénophosphonate classiques pour des oligonucléotides.
Dans ces procédés, on prépare tout d'abord la chaîne de
4'-thionucléotides, les différents groupements non mis en oeuvre étant protégés, puis on élimine enfin les groupements protecteurs pour obtenir les produits recherchés.
On cite en particulier un procédé de synthèse de composés oligothionucleotides selon l'invention sans agent effecteur, caractérisé en ce que on réalise une synthèse supportée selon la méthode au phosphoroamidite comportant
- une protection en 3' et 5' des 4'-thionucléotides ou oligo4'-thionucléotides de départ avec par exemple du diméthoxytrityl en 5' et du diisopropylaminophosphoramidite de méthyle en 3', - la fonctionnalisation d'un support solide incorporant un dérivé 4'-thionucléosidique par un lien par exemple succinyle entre le groupement hydroxyle-3' du dérivé 4'-thιonucléosidιque et un groupement amino du support solide,
- l'élongation de la chaîne oligothionucléotidique dans un réacteur synthétiseur,
- enfin le décrochage, la déprotection et la purification de l'oligothionucleotide prolongé.
On cite également un procédé de synthèse de composés oligothionucleotides incorporant un agent effecteur selon l'invention caractérisé en ce que l'on part d'un oligothionucieotide sans agent effecteur, ou d'un ohgomère mixte en comprenant, protégé en 5', dont on fait réagir la terminaison OH 3' avec une fonction non protégée d'un bras difonctionnel dont la deuxième fonction est protégée et après déprotection du produit résultant, on lie ledit produit à l'agent effecteur par la deuxième fonction libre du bras difonctionnel.
La terminaison OH 3' de l'oligomère protégé en 5' peut être estérifiée avec un acide aminohexanoïque, dont la fonction aminé est protégée.
Un procédé de préparation en phase solide de séquences oligothionucleotides selon la méthode au phosphoramidite, objet delà présente invention, comporte les étapes essentielles suivantes :
- On immobilise un dérivé 4'-thionucléoside protégé par l'intermédiaire d'une de ses fonctions hydroxyle en 3' ou, le cas échéant, 2' sur un support solide.
- On assemble sur ce support dans un réacteur synthétiseur manuel ou automatique la chaîne d'oligothionucléotide protégée par condensation de monomères constitués de 4'-thionucleosιdes protégés substitués par des groupes phosphoramidi tes en 3', le cas échéant, la fonction hydroxyle en 2' des riboses étant protégée par les groupes Ctmp ou TBDMS.
- Les oligothionucleotides sont obtenus après décrochage de l'oligomère obtenu du support et élimination des groupes protecteurs. De façon appropriée, l'assemblage de l'oligothionucleotide se fait par condensation, en présence d'un agent activateur, desdits monomères entre leur fonction en 3' et la fonction 5' du composé 4'-thionucléoside immobilisé pour le premier monomère ou d'un composé intermédiaire polythionucléotide protégé fixé sur ledit composé thionuciéoside immobilisé pour les monomères suivants.
Notamment, l'agent activateur pour la condensation desdits monomères peut être choisi parmi le tétrazole et ses dérivés, tels que le para-nitrophényl tétrazole.
Avantageusement, le groupe phosphoramidite en 3' desdits monomères est un groupe N,N dialkylaminophosphoramidite de formule
Figure imgf000016_0001
avec R 1 qui représente un alkyle en C1 à C7 éventuellement substitué identique ou différent, tel que CH3, (CH3)2CH.
R2 qui représente un alkyle en C , à C, éventuellement substitué, tel que CH3, CH2CH2CN.
En particulier, le groupe phosphoramidite en 3' desdits monomères est le dnsopropylaminophosphoramidite de méthyl ( R1 = (CH3)2CH et R2 = CH,) ou le cyano-2 éthy l dnsopropylaminophosphite (R1 = (CH 3)2CH et R2 = CH2CH2CN).
De façon appropriée, les groupes hydroxyles desdits monomères et dudit composé 4'-thionucléoside immobilisé peuvent être protégés en 5' par le groupe DmTr.
Le composé 4'thionucléoside immobilisé peut être fixé sur le support solide via un groupe divalent succinyle entre un de ses groupements OH en 2' ou 3' qui se trouve ainsi estérifié, et un groupement amino du support.
Le support solide peut être constitué par une longue chaîne alkylamine fixée sur un polymère, un gel de silice ou des billes de verre poreuses. On peut citer comme groupe fonctionnel permettant la fixation ou étant lié sur support solide doté d'un groupe amino, le groupe de formule
Figure imgf000017_0001
avec p = 1 à 5,
dans lequel R4 représente H un groupe d'activation tel que C6-Cl5 ou un radical NH lié à un support solide tel que le radical NH d'une chaîne alkylamine fixée sur un polymère, gel de silice ou billes de verre, poreuses.
Un intérêt des composés homogènes ou mixtes selon la présente invention, comprenant une chaîne d'oligo-thio-nucléotides, est aussi de pouvoir envisager leur utilisation indépendamment d'agents effecteurs, notamment d'agents intercalants, puisque ces nouvelles substances oligonucléotides assurent la reconnaisance de la séquence d'acide nucléique complémentaire, notamment d'ARN, avec une stabilité très accrue ; la fonction de l'agent intercalant étant d'augmenter la stabilité du complexe d'hybridation, sa présence n'est plus obligatoire.
Les composés selon l'invention, par leur grande affinité spécifique des - séquences oligothionucieotidiques pour des séquences nucléiques complémentaires, sont en effet supérieurs aux oligonucléotides actuels dont l'affinité pour les séquences complémentaires est plus faible.
Les composés, selon la présente invention, sont donc utilisables de manière plus efficace, à titre de sondes d'hybridation, mais également comme composants de purification pour des séquences déterminées d'ADN ou d'ARN.
Ces composés peuvent également être utilisés pour détecter des mutations au niveau d'un ADN ou d'un ARN de manière plus efficace.
Les composés de la présente invention, par la propriété des séquences oligothionucieotidiques de se fixer fortement sur la séquence nucléique complémentaire, puis d'induire la coupure de la chaîne d'acides nucléiques en ce site, notamment lorsqu'ils sont couplés à un agent de coupure, sont utilisables à titre de nucleases artificielles spécifiques de séquences. Ils peuvent être utilisés comme réactifs en biologie moléculaire ou en génie génétique. La présence de la fonction hydroxyle en 2', le cas échéant, permet en outre d'envisager leur utilisation comme ribozymes artificiels, que ce soit sous forme de séquences oligothioribonucléotidiques homogènes ou mixtes, c'est-à-dire associées à des oligonucléotides de type ADN ou ARN.
L'objet de la présente invention est également l'application des composés selon l'invention pour réaliser le blocage spécifique des gènes cellulaires ou d'agents pathogènes préalablement choisis (virus, bactéries, parasites).
Les composés selon l'invention sont donc aussi utilisables à titre de médicaments.
Les nouveaux produits de formule générale (I) selon l'invention et les produits de formule générale (I) dans laquelle L représente un atome d'oxygène, R et R' représentent chacun un atome d'hydrogène et B représente une base nucléique naturelle forment des complexes d'hybridation avec les séquences complémentaires d'ARN beaucoup plus stables que ceux qui sont formés avec l'ADN.
En particulier, les produits de formule (I) dans lesquels J = OH (oligothioribonuciéotides) s'apparient de manière plus stable avec des séquences d'ARN complémentaires que les produits de formule (I) dans lesquels J = H (oligothiodésoxyribonucléotides).
Compte tenu du fait que les cibles des molécules anti-sens en thérapies sont les gènes ARN messagers, cette propriété des oligothioribonuciéotides est tout à fait intéressante.
Cette différence de stabilité des complexes d'hybridation permet une inhibition préférentielle des ARNs messagers et des ARNs viraux sans risque important de provoquer des effets indésirables au niveau de l'ADN du génome.
De plus, vis-à-vis des ARNs, les produits selon l'invention forment généralement des complexes plus stables que ceux qui sont obtenus à partir des oligonucléotides naturels.
Les com posés oligothioribonuciéotides selon l 'invention, notamment de formule (I) (J = OH), présentent en outre un certain nombre de caractéristiques intéressantes, notamment pour une application comme agent antisens : - la configuration bêta naturelle est respectée,
- ils sont isoélectriques des ARN naturels,
- ils n'ont pas de chiralité au niveau de la liaison phosphodiester,
- ils sont plus lipophiles que les analogues naturels à cause de la présence de l'atome de soufre.
Les séquences des oligothionucleotides, couplés ou non à un agent intercalant ou à un groupement activabie chimiquement ou photochimiquement, comportant un enchaînement de nucléosides pyrimidiques sont capables de se fixer sur une double hélice d'ADN ou d'ARN comportant une séquence de bases puriques adjacentes associées par liaison hydrogène à la séquence complémentaire des bases pyrimidiques. Cette fixation implique la formation locale d'une triple hélice dans laquelle les bases pyrimidiques de l'oligothionucleotide forment des liaisons hydrogène (de type Hoogsteen ou Hoogsteen inversé) avec les bases puriques de la double hélice. Dans ce contexte, les oligothionucleotides forment des complexes plus stables que les oligonucléotides correspondants et ils permettent d'induire des réactions irréversibles (pontage, modification ou coupure) sur une double hélice d'ARN ou d'ADN.
Les nouveaux produits de formule générale (I) selon l'invention et les produits de formule générale (I) dans laquelle L représente un atome d'oxygène, R et R' représentent chacun un atome d'hydrogène et B représente une base nucléique naturelle, qui possèdent la propriété de se fixer fortement sur la séquence nucléique complémentaire, ou oligomères mixtes en comprenant, peuvent être utilisés comme sondes pour détecter la présence d'une chaîne de nucléotides complémentaires. Cette détection est facilitée par la présence d'un groupe fluorescent ou d'un groupe biotine dans ces molécules.
La structure non naturelle des oligothionucleotides confère des propriétés d'antigénicité rendant ainsi possible la préparation d'anticorps spécifiques dirigés contre des oligothionucleotides éventuellement couplés à un agent intercalant ou contre leurs complexes avec un ADN ou un ARN naturels.
Dans un but diagnostique ou pronostique, les oligothionucleotides, éventuellement couplés à un agent intercalant, ou oiigommères mixtes en comprenant, peuvent être attachés de façon covalente à un support solide. Le couplage à un marqueur luminescent ou générateur d'une réaction colorée, luminescente ou fluorescente permet de les utiliser comme sondes de séquences d'ADN ou d'ARN dans un but diagnostique ou pronostique.
Les oligothionucleotides selon l'invention sont beaucoup plus résistants vis-à-vis des nucleases que les dérivés de nucléosides naturels. Cette stabilité vis-à-vis de l'hydrolyse enzymatique permet l'utilisation des produits selon l'invention, notamment de formule générale (I), ou oiigomères mixtes en comprenant, dans des expérimentations in vivo ou in vitro en présence de nucléases. De ce fait, les oligothionucleotides selon l'invention présentent des avantages incontestables sur les dérivés de bêta-nucléosides déjà connus.
Les composés oligothioribonucléotides de formule (I) pour lesquels J = OH sont plus résitants à la dégradation enzymatiques que les composés oligothiodésoxyribonucléotides de formule I pour lesquels J = H.
Dès lors, comme on l'a vu, un autre objef de la présente invention concerne l'application des nouveaux produits selon l'invention, notamment de formule générale (I), et des produits de formule générale (I) dans laquelle L représente un atome d'oxygène, R et R' représentent chacun un atome d'hydrogène et ß représente une base nucléique naturelle, en particulier les produits pour lesquels J = OH, ou oiigomères mixtes en comprenant, au biocage spécifique de gènes cellulaires ou d'agents pathogènes préalablement choisis (virus, bactéries, parasites), en particulier les ARNm.
Les nouveaux produits selon l'invention, notamment de formule générale (I), et les produits de formule générale (I) dans laquelle L représente un atome d'oxygène, R et R' représentent chacun un atome d'hydrogène et ß représente une base nucléique naturelle, en particulier les produits pour lesquels J = OH, ou oiigomères mixtes en comprenant, sont particulièrement utiles comme médicaments permettant de bloquer les gènes indésirables exogènes (virus, bactéries, parasites) ou endogènes (gènes cellulaires, oncogènes), en particulier les ARNm. L'expression de ces gènes peut être bloquée en agissant soit directement sur l'ADN ou l'ARN porteur de l'information génétique, soit sur l'ARN messager, copie du gène, en bloquant alors toute traduction par hybridation ou par hybridation puis pontage ou modification ou coupure de l'ARN messager ou viral choisi comme cible.
Ce blocage peut être réalisé en utilisant un produit selon l'invention, notamment de formule générale (I), ou un produit de formule générale (I) dans laquelle L représente un atome d'oxygène, R et R' représentent chacun un atome d'hydrogène et B représente une base nucléique naturelle, en particulier les produits pour lesquels J = OH, ou oligomères mixtes en comprenant, dont la séquence est complémentaire de celle d'une région non complexée d'un ARN ou d'un ADN et, en particulier, d'un ARN messager. L'hybridation, suivie ou non du pontage, de la modification ou de la coupure de l'ARN messager ou viral, empêche la synthèse de l'ARN ou de la protéine correspondante ou l'expression des fonctions virales ou parasitaires.
Si cet ARN ou cette protéine est vital pour le virus, la bactérie ou le parasite, les produits selon l'invention, notamment de formule générale (I), et les produits de formule générale (I) dans laquelle L représente un atome d'oxygène, R et R' représentent chacun un atome d'hydrogène et B représente une base nucléique naturelle, en prticulier les produits pour lesquels J = OH, ou oiigomères mixtes en comprenant, constitueront des médicaments à activité antivirale, antibactérienne ou antipàrasitaire.
Si cet ARN ou cette protéine n'est pas vital pour l'organisme, il est possible d'en supprimer sélectivement les effets. Dans ce cas, les produits selon l'invention, notamment de formule générale (I), et les produits de formule générale (I) dans laquelle L représente un atome d'oxygène, R et R' représentent chacun un atome d'hydrogène et B représente une base nucléique naturelle, en particulier les produits pour lesquels J = OH, ou oligomères mixtes en comprenant, constitueront soit des médicaments à activité antitumorale lorsque le gène visé ou son ARN messager code pour une protéine impliquée dans la transformation cellulaire, soit des médicaments capables de supprimer le caractère de résistance aux antiviraux, aux antibiotiques ou aux antiparasitaires lorsque la protéine codée est responsable de l'inactivation des antibiotiques, des antiviraux ou des antiparasitaires. Des effets cytotoxiques spécifiques peuvent être obtenus par action d'un produit selon l'invention, notamment de formule (I), ou d'un produit de formule générale (I) dans laquelle L représente un atome d'oxygène, R et R' représentent chacun un atome d'hydrogène et ß représente une base naturelle, en particulier les produits pour lesquels J = OH, ou oligomères mixtes en comprenant, sur une fonction cellulaire indispensable à la cellule cible.
Les oligomères mixtes d'oiigothioribonucléotides selon l'invention, comprenant une séquence oligonucleotidique d'ADN où l'oxygène intracyclique est rétabli, sont particulièrement intéressants dans une utilisation comme agent antisens. Ces oiigomères mixtes sont susceptibles d'être hautement sélectifs dans la mesure où la "fenêtre" de structure ADN est seule substrat de la RNAse H après appariement de l'antisens avec sa séquence cible complémentaire d'ARNm, la dite RNAse H induisant alors la coupure du complexe ADN/ARN.
D'autres caractéristiques et avantages de la présente invention apparaîtront à la lumière des exemples qui vont suivre.
La Figure 1 représente la courbe de stabilité thermique du duplex bêtadT5(SrT)dT6/bêtadC2A12C2 comparativement à celle du duplex naturel bêtadT1 2/bêtadC2A1 2C2.
La Figure 2 représente la courbe de digestion enzymatique de bêta(SrT)dT11.
Dans la description qui suit, l'abréviation rS ou S précède un thioribonucléotide.
I-SYNTHESE DE THIONUCLEOTIDES.
I . 1- Les premières synthèses de thiosucres ont été effectuées entre 1960 et 1970.
Deux exemples sont donnés:
La synthèse de dérivés du 4-thio-D-ribofurannose se fait selon le schéma 1 :
Figure imgf000023_0001
Ce composé est obtenu en 8 étapes à partir du L-Lyxose avec un rendement global de 6 % .
- R. L. WHISTLER, W. E. DICK, T. R. INGLE, R. M. ROWELL et B. URBAS. J. Org. Chem., 1964, 29, 3723-3725.
- B. URBAS et R. L. WHISTLER, J. Org. Chem., 1966, 31, 813-816.
- E. J. REIST, D. E. GUEFFROY et L. GOODMAN, J. Am. Chem. Soc., 1964, 86, 5658-5663.
- R. L. WHISTLER et J. N. BeMILLER dans " Methods in Carbohydrate Chemistry , R. L. WHISTLER et M. L. WOLFROM, Eds., Academie Press, Inc., New york, 1962, Vol.
I, p.79. Les dérivés du 4-thio-2-désoxy-D-ribofurannose ont été obtenus selon le schéma 2 :
Figure imgf000024_0001
Cette synthèse en 14 étapes conduit au methyl 2-désoxy 4-thio-D-erythro-pentofurannoside avec un rendement global de 8 %
- Y. L. FU et M. BOBEK. J. Org. Chem . 1976, 41 , 3831-3834.
- Y. L. FU et M. BOBEK, dans " Nucleic Acid Chemistry ". L. TOWSEND et R. S.
TIPSON.Eds., 1978. Part I pp. 183- 194
- U. G. NAYAK et R.L. WHISTLER. Liebigs Ann Chem., 1970, 741, 131-138.
De façon semblable, les dérivés du 4-thio-D-arabinofurannose ont été obtenus
- R. L. WHISTLER. U. G. NAYAK et A W PERKIN Jr., J. Org., Chem., 1970, 35, 519-521
I. 2. Les nucléosides correspondants ont ensuite été synthétisés:
a) En série 4'-thio-2'-désoxy-D-ribofurannose
- Y. L. FU et M. BOBEK dans " Nucleic Aad Chemistry ", L. TOWSEND. R. L. TIPSON. Eds., John Wiley & Sons. New York. 1978. p. 317 b) En série 4'-thio-D-ribofurannose
- E. J. REIST, D. E. GUEFFROY et L. GOODMAN. J. Am. Chem.Soc., 1964, 86, 5658-5663.
- E. J. REIST, D. E. GUEFFROY et L. GOODMAN. Chem. Ind., 1964, 1364-1365
- B. URBAS et R. L. WHISTLER. J. Org Chem., 1966, 31, 813-816.
- M. BOBEK, R. L. WHISTLER et A. BLOCH. J Med. Chem., 1970. 13, 41 1-413
- M. BOBEK, A. BLOCH, R. PARTHASARATHY et R. L. WHISTLER. J. Med. Chem., 1975, 18, 784- 787.
- M. BOBEK, R. L. WHISTLER et A. BLOCH. J. Med. Chem., 1972, 15, 168-171.
- N. OTOTANI et R. L. WHISTLER. J Med. Chem., 1974. ,17. 535- 537
- M. W. PICKERING. J. T. WITKOWSKI et R. K. ROBBINS. J. Med. Chem., 1976, 19, 841-842.
- A. K. M. ANISUZZAMAN et M. D. AMIN. J. Bangladesh Acad. Sci., 1978, 2, 59-64 - D. J. HOFFMAN et R. L. WHISTLER. Biochemtstry, 1970, 9, 2367 - 2370 c) Dans d'autres séries:
- R.G.S. RITCHIE et W. A. SZAREK. J Chem. Soc. Chem. Commun., 1973. 686.
- E.J. REIST. L. V. FISCHER et L. GOODMAN. J. Org. Chem., 1968, 33, 189. - R. L. WHISTLER. L. W. DΟNER et U. G. NAYAK. J. Org. Chem., 1971, 36, 108.
1 10 Ces nucléosides sont obtenus par les voies traditionnelles de la synthèse des nucléosides en série oxygénée.
Soit par la méthode aux sels de métaux lourds:
Traitement de lTiétérocycle chloromercurique avec le chlorosucre correspondant .
- M. BOBEK. R. L. WHISTLER et A. BLOCH. J. Med. Chem., 1972, 15, 168-171
- D. E. GUEFFROY et L. GOODMAN, Chem. & Ind., 1964, 1364-1365
- E. J. REIST. M. BOBEK. R. L. WHISTLER et A. BLOCH. J. Med. Chem., 1970, 13, 41 1-413.
- E. J. REIST. D. E. GUEFFROY et L. GOODMAN. J. Am. Chem.Soc., 1964, 86, 5658-5663.
- E. J. REIST. L. V. FISCHER et L. GOODMAN, J. Org. Chem., 1968, 33, 189-192
Soit par la méthode de HILBERT et JOHNSON,
- par condensation de la base pyrimidinique avec le thiochlorosucre correspondant.
- B. URBAS et R. L. WHISTLER. J. Org. Chem., 1966, 31, 813-816.
- par condensation des dérivés silylés des bases et des thiochlorosucres correspondants
- M. BOBEK. A. BLOCH, R. PARTHASARATHY et R. L. WHISTLER. J. Med Chem., 1975, 18, 784-787.
- R. L. WHISTLER. L. W. DONER et U. G. NAYAK. J. Org. Chem., 1971. 36, 108-1 10 - N. OTOTANI et R. L. WHISTLER. J. Med. Chem., 1974. 17 , 535-537
- par la reaction de fusion du 3-cyano 1,2,4 triazole et du 1,2,3,5 tétra-O-acety l-4-thio-D-riborurarmose.
- M. V. PICKERING, J. T. WITKOWSKI et R. K. ROBINS. J. Med. Chem. , 1976, 19, 841-842.
- par la méthode de VORBRUGGEN et NIEDBALLA par condensation de l'adenine et du 1,2,3.5 tétra-O-acétyl thioribofurannose en présence de catalyseur FRIEDEL et CRAFTS.
- A. K. M. ANISUZZAMAN et M D. AMIN, J. Bangladesh Acad. Sci., 1978, 2, 59-64
Depuis peu, la synthèse de thionucléosides a de nouveau connu de l'intérêt
Ainsi, le 2',3',5' tri-O-benzyl 4'-thio-ß-D-xylofurannosyl uracile a été obtenu par une voie originale selon le schéma 3.
- M. W. BREDENKAMP. C. W. HOLZAPFEL et A. D. SWANEPOEL. Tétrahedron Lett. , 1990, 31, 2759-2762.
- M. W. BREDENKAMP. C. W. HOLZAPFEL et A. D. SWANEPOEL. S. Air J Chem . 1991. 44, 3.1-33.
Figure imgf000027_0001
(i = oxyde de dibutyl étain; ii = MsCl; iii = BnCl: iv = iodure de tétra-butylammonium . carbonate de barium; v = Hg(OAc)2 / AcOH; vi = Méthode d'HILBERT JOHNSON modifiée.)
SCHEMA 3
La syndièse d'analogues pyrimidiniques de 4'-thio 2'-désoxy nucléosides a été publiée
- M. R. DYSON. P. L. COE et R. T. WALKER. J. Med. Chem., 1991, 34, 2782-2786. par la méthode de HORTON et MARKOVS
- D. HORTON et R. A. MARKOVS, Carbohydrate Res., 1980, 80, 356.
Elle est illustrée par le schéma 4 :
Figure imgf000028_0001
SCHEMA 4
D'une façon semblable, les 2'-désoxy-4'-thiocytidine. 2'-désoxy-4'-thiouriduie et 4'-thiothymidine ont été obtenus par J. A. SECRIST III et Coll. (J. A SECRIST. K N TIWARI. J. M. R1ORDAN et J A MONTGOMERY. J Med. Chem . 1991, 34, 2361-2366). ( J. A. MONTGOMERY et J A. SECRIST IIL PCT Int Appl WO 9104 033 ) a partir du 2-désoxy-4-thio-ß-D-é-ythro-pentofurannose synthénsé selon BOBEK et Coll (Y L FU. M BOBEK. J. Org. Chem.. 1976, 41, 3831-3834.) en utihsant le TMSTf comme catalyseur de couplage
La synthèse du 4'-thio 2'-désoxy-D- ribofurannose a fait l'objet d'un brevet et de pubhcations
- European Patent Application. 0421 777 Al R. T WALKER
- M. R. DYSON. P. L. COE et R T WALKER. J Chem Soc Chem. Comm., 1991,741- 742
- M R DYSON. P. L COE et R T WALKER. Carbohydrate Res., 1991, 216, 237-248 Elle est décrue sur le schéma 5 : B
Figure imgf000029_0001
(i = HCl / MeOH. ii = BnBr / THF, iii = BnSH / HCl, iv = Ph3P / DEAD / BzOH / THF. v =
MeONa / MeOH / CH2Cl2, vi = MsCl / Pyr., vii = Nal / CO3Ba / Acétone, viii = BCI3 /
CH2CI2, ix = p-toluoylCl, x = Ac2O / H2SO4)
SCHEMA 5 Des ribothionucléosides dérivés des pyrimidines ont fait l'objet du même brevet. Mais la synthèse du thioribofurannose de départ a été réalisée selon la méthode de E. J. REIST - E. J. REIST, D. E. GUEFFROY et L. GOODMAN. J. Am. Chem. Soc., 1964, 84, 5658 I. 3. SYNTHESE DES SYNTHONS DU 4'-THIO-BETA-D-RIBOFURANNOSE
NECESSAIRES A L'OBTENTION DE TH1OOLIGOMERES.
On a réalisé la synthèse du L-thioLyxofurannose et du D-thioRibofurannose en 7 étapes a partir du D-ribose et du L-lyxose respectivement avec 29 et 21 % de rendement respectivement. Cette synthèse est illustrée sur le schéma 6
Figure imgf000030_0001
(i = MeOH, HCl: ii = BnBr, KOH; iii = HCL,H2O,dioxane; iv = BnSH, HCl. v = MesCL.
pyr." vi = NBu4I. BaCO3; vii = Hg(OAc)2)
SCHEMA 6 La synthèse pour obtenir le thio-D-ribofurannose utilise le L-lyxose comme produit de départ comme dans la synthèse de WHISTLER ( page 19). Cette stratégie est appelée stratégie C1— C4 . En effet, l'atome de soufre est tout d'abord introduit en position anomère et une substitution nucléophiie SN2 entre l'atome de soufre porté par le carbone anomère (C1) et le carbone C4 porteur d'un OH activé par un groupement Mesyl (Ms) est ensuite effectuée. Cette stratégie appliquée à la synthèse du 4-thio-D-ribofurannose et du 4-thio-L-lyxofurannose ressemble à celle que WALKER a utilisé pour parvenir à la série 2-desoxy-D-ribofurannose ( Brevet Eur. Pat. 0421 777 A 1 page 6). Par exemple, le produit 5 (Schéma 5) de WALKER est semblable à notre produit 10 (Schéma 6) en série L-Lyxofurannose.
Figure imgf000031_0001
SCHEMA 7
La synthèse des duonucléosides de l'uracile , de la diymine et de la cytosine a été effectuée en utilisant le bis-triméthylsilyl acétamide (BSA) comme agent silylant et le triméthylsilyl trifluorométhane sulfonate (TMSTf) comme agent de couplage. Les nucléosides O et ß ont été obtenus avec 74 , 77 et 70 % de rendement respectivement . La synthèse des thionucieosides de l'adenine a été réalisée par le SnC14 dans l'acetomtrile. Les nucléosides O et ß sont obtenus avec 58 % de rendement (Schéma 7).
II. SYNTHESE D'OLIGO-THIONUCLEOTIDES SUR SUPPORT SOLIDE. La synthèse supportée des ß oligo-thioribonucléorides a été effectuée à l'aide d'un synthétiseur GENE modèle APPLIED BIOSYSTEM 318A selon la méthode aux phosphoramidites.
Elle est semblable à celle décrite pour la série ß oligodésoxyribonucléotide naturelle par
CARUTHERS et Coll. (S. L. BEAUCAGE et M. H. CARUTHERS. Tétrahedron Utt. ,
1981, 22, 1859-1862; L. J. Me BRIDE et M. H. CARUTHERS, Tétrahedron Leit., 1983, 24,
245-248.)
et à celle décrite par USMAN et Coll.pour les oligoribonucléotides (N. USMAN. K K
OGILVIE. M. Y. JIANG et R. J. CEDERGREN. J. Am. Chem. Soc., 1987. 109. 7845- 7854.).
Cette synthèse a nécessité:
I) La préparation de synthons ß thioribonucléoside phosphoramidites 5 correspondant aux bases T. U. C, A et G.
II) La foncbonnalisation du support solide incorporant un dérivé ß thioribonucléosidique .
III) L'élongation de la chaîne oligothioribonucléotidique à l'aide d'un synthénseur automatique.
IV) Enfin, au terme du nombre requis de cycles de synthèse, l'oligothionucleotide a été décroché de son support déprotégé et purifié. II.1 - Synthèse du phosphoramidite des bêu-thioribonucléoside 26 a-d.
II. 1. 1 Synthèse des dérivés 5'-DmTr-2'-O-TBDMS (Schéma 8)
Le problème majeur dans la synthèse chimique des oUgoribonucléosides est la présence de lliydroxyle en 2' dans le cycle ribose ou thioribose qui demande une protection sélective
La sélection d'un groupement protecteur pour l'hydroxyle en 2' doit correspondre à plusieurs critères, il doit être stable:
- sous les conditions de couplage pendant la déprotection des groupements protecteurs en 5' pour permettre l'extension de la chaîne.
- pendant l'oxydation dans le cas de la méthode aux phosphites triesters
- pendant le masquage qui suit le couplage.
- pendant la déprotection des groupements protecteurs des aminés exocychques
- pendant la déprotection des phosphates.
- et dans le cas des synthèses sur support solide pendant le clivage de l'oligomère du support. Finalement ce groupement protecteur doit être enlevé sous des conditions très douces pour éviter une attaque de la fonction hydroxyle en 2' libérée sur la liaison phosphodiester adjacente. Un nombre important de stratégies pour protéger les hydroxyles en 2' ont été développées et illustrent les difficultés dans le choix du schéma de protection des groupements hydroxyles.
(C. B. REESE. Nucléosides Nucléotides. 1985, 4, 117-127; R. KIERZECK. M. H.
CARUTHERS. C. E. LONGFELLOW, D. SWTNTON. D. H. TURNIER et S. M. FREIER.
Biochemistry. 1986. 25, 7840-7846; S. IWAI et E. OHTSUKA, Nucleic Acids Res., 1988.
16, 9443-9456:
C. LEHMANN, Y. Z. XU, C. CHRISTODOULOU, Z. K. TAN et M. J. GAIT. Nucleic
Acids Res., 1989, 17, 2379-2390; T. TANAKA, S. TAMATSUKURI. et M. IKEHARA.
Nucleic Acids Res., 1986, 14, 6265-6279.).
L'utilisation de groupements protecteurs alkylsilyl et notamment le tert-butyldiméthylsilyl
(TBDMS) pour l'hydroxyle en 2' a facilité la synthèse des ohgonbonucléotides. Le groupement TBDMS est suffisament stable dans des conditions acides ou basiques et est facilement enlevé par le fluorure de tetrα-butyl ammonium dans le THF pour être utilisé dans la stratégie en phase solide (N. USMAN, K. K. OGILNIE, M: Υ. JIAΝG et R. L.
LEDERGEΝ. J. Am. Chem. Soc., 1987, 109, 7845-7854; Ν. USMAΝ. K. ΝICOGHOSIAΝ.
R. L. CEDERGREΝ et K. K. OGILNIE, Proc. Natl. Sa. USA, 1988, 85, 5764-5768.: S. A.
SCARIΝGE, C. F. FRAΝCKLYΝ et Ν. USMAΝ, Nucleic Acids Res., 1990. 18, 5433-5441.X K. OGILNIE et M. J. ΝEMER, Tétrahedron Lett., 1980, 21, 4159: R T. POΝ et
K. K. OGILNIE, Nucléosides Nucléotides, 1984, 3, 485: R. T. POΝ et K. K. OGILNIE.
Tétrahedron Lett., 1984, 25, 713.).
On a donc appliqué en série ß oligothioribonucléonde le schéma de protection utilisé pour les nucléosides oxygénés (Schéma 8).
A savoir les protections :
- Benzoyl pour l'adenine et la cytosine. isoButyl pour la guanine en tant que protection des groupements amino exocycliques.
- Diméthoxytrityl (DmTr) pour protéger les hydroxyles primaires en 5'.
- tert-butyldiméthymsilyl (TBDMS) pour protéger l'hydroxyle secondaire en 2'
- Methoxy pour la protection des phosphates.
La première étape permet de protéger Itiydroxyle libre en 5' par un groupement acide labile le DmTr (Schéma 8). Ainsi le dérivé nucléosidique 22 est traité par le chlorure de diméthoxytrityle ( 1.27 équivalents molaires) dans la pyridine anhydre sous atmosphère inerte. Après traitement usuel du mélange réactionnel, le dérivé diméthoxytrityle 23 est purifié par chromatographie sur gel de silice et isolé avec des rendements variant de 70 à 80 % . Les caractéristiques physico-chimiques de ces dérivés 23 ( R.M.N., Masse) sont en accord avec les stxutures proposées.
m
Figure imgf000034_0001
Les abréviations ont les significations suivantes:
a- B = T = Thymine
b- B = U = Uracile.
c- B = CBz = N-Benzoyl-4-Cytosine.
d- B = ABz = N-Benzoyl-6-Adenine.
e- B = GPal = N-Palmitoyl-2-Guanme,
Dmtr = Diméthoxy-4,4'-trityl. iPr = Isopropyl. Bz = Benzoyl. TBDMS = tert- butyldiméthylsilyl. (iPr)2P(Cl)OMe = Chloro. (N,N diisopropylamino,méthoxyphosphine)
SCHEMA 8
La deuxième étape (Schéma 8) consiste en la protection de lT-ydroxyle secondaire en 2' Or. durant la silylation un mélange de 2'-O-silyl 24 et de son régioisomère 3'-O-silyl 25 est obtenu ( K. K. OGILNIE et D. W. EΝTWISTLE. Carbohyd Res., 1981. 89, 203-2 10. K K OGILVIE, A. L. SCHIFMAΝ et C. L. PEΝΝEY. Can. J. Chem., 1979. 57, 2230 G H HAKIMELAHL Z. A. PROBA et K. K. OGILNIE, Can. J. Chem., 1982. 60, 1 106 ) Ces isomères doivent être sèpàrés avec beaucoup de soins sur colonne de gel de silice afin d'obtenir le dérivé 2'-O-TBDMS 24 avec une pureté supérieure à 99.95 % mesurée par CLPH.
En effet si ce n'est pas le cas. les étapes ultérieures nous conduiront à des mélanges d'oligothionucléotide 5'-3' attendus avec l'isomère indésirable 5'-2'.
En conséquence, la pureté du 5'-O-DmTr-2'-O-silyl 24 est primordiale pour une bonne synthèse.
Ainsi, l'obtention des composés 5'-DmTr-2'-O-TBDMS 24 a tout d'abord été réalisée selon la-méthode dOGILVIE et Coll. (K. K. OGILVIE. A. L. SCHIFMAN et C. L. PENNEY. Can. J. Chem., 1979, 57, 2230.) qui consiste à condenser 23 avec du chlorure de tert-butyldiméthylsilyle (TBDMSCI) ( 1.2 équivalent molaire) dans la pyridine en présence d'imidazole (2.6 equivalents molaires). En fin de réaction, on obtient un mélange de dérive 2'-O-TBDMS 24 et de son isomère 3'-O-TBDMS 25. Le composé attendu 24 est séparé du mélange par chromatographie sur colonne de gel de silice.
Il est ensuite possible par une réaction d'équilibration d'obtenir 24 à partir de son isomère 3'-O-TBDMS 25 (S. S. JONES et C. B. REESE. J. Chem. Soc Perkin Trans I. 1979. 2762.) Cette migration du groupement TBDMS est intramoléculaire et s'effectue via un intermédiaire possédant un atome de silicium pentavalent. L'isomérisation du dénvé 3'-O-TBDMS obtenu précédemment après une première séparation chromatograpruque est effectuée dans l'éthanol à température ambiante pendant une nuit. Les deux isomères de position ainsi obtenus sont à nouveau séparés par chromatographie sur colonne de gel de silice. Cette opération d'isomérisation suivie d'une purification est répétée trois fois.
Cependant les rendements en 5'-DmTr-2'-O-TBDMS 24 obtenus par cette méthode ( 40 à 50 % selon les bases) ne nous ont pas paru satisfaisants. Nous en avons utilisé une autre, plus récente, mise au point par OGILVIE ( G. H. HAKIMELAHL Z. A. PROBA et K K OGILVIE, Can. J. Chem., 1982. 60, 1106. ) qui permet l'introduction préférentielle du TBDMS en position 2' des ribonucléosides ß Cette technique préconise l'utilisation de sels d'areents.
Ainsi le 5'-diméthoxytrityl 23 est condensé avec du chlorure de TBDMS ( 1.3 équivalents molaires) enηntsence de nitrate d'argent ( 1.2 équivalent molaires) et de 3.7 équivalents de pyridine dans le THF anhydre. Après purification par chromatographie sur colonne de gel de silice on obtient 56 % de rendement en 24 et 27 % en 5'-DmTr-3'-O-TBDMS 25
En conséquence, le 5'-DmTr-2'-O-TBDMS 24 est obtenu dans ces nouvelles conditions en une seule étape avec un meilleur rendement mais la sélectivité d'introduction du groupement TBDMS en 2' n'est pas améliorée .
II.1.2 Synthèse des dérivés phosphoramidites 26 a-d (Schéma 9) Les quatre ß thioribonucléosides phosphoramidites N-protégés 26 a-d sont ensuite obtenus à partir des 5'-DmTr-2'-O-TBDMS ß thioribonucléosides N-protégés correspondants 24 (Schéma 9).
Le dérivé nucléosidique 24 a été traité par du chloro N, N diisopropylamino methoxy phosphine ( 2.5 équivalents molaires) en présence de N,N,N diisopropyl éthylamine (DIEA) dans le dichlorométhane sous atmosphère inerte. Le dérivé phosphoramidite 26 a été purifié par chromatographie sur gel de silice et lyophilisé dans le benzène, les phosphoramidites 26 a-d sont obtenus avec des rendements variant de 78 à 80 % selon la nature de la basé.
Figure imgf000036_0001
SCHEMA 9
Les analyses des spectres de RMN du 3 1P et du 1H de 26 montrent clairement que nous obtenons une seule paire de diastéréoisomères ce qui établit la pureté régioisomèrique des composés obtenus.
En effet quelques auteurs (R. KIERZEK. M. H. CARUTHERS, C. E. LONGFELLOW. D. SWINION, D. H. TURNER et S. M. FREIER, Biochemistry, 1986. 25, 7840-7846. ) avaient émis l'hypothèse que les groupements silylés en position 2' n'étaient pas stables dans les conditions de la phosphoiylaoon. Cependant U a été montré (W. K. KOHLER- W. SCHLOSSERM, G. CHARUBALA et W. PFLEIDLERER, Chemisiry and Biology υf Nucléosides and Nucléotides. Académie Pfess. New York. 1978, pp 347-358; K K. OGILVIE et D. W. ENTWISTLE. Carbohydrate Res.. 1981. 89. 203-210: N USMAN. K. K. OGILVIE. M. Y. JIANG et R. J. CEDERGREN. J. Am. Chem. Soc, 1987, 109, 7845- 7854.) que les groupes alkylsilyles migrent dans les solvants protiques comme le medianol ou dans les solutions aqueuses comme le mélange pyridine/eau. mais ces groupements silylés sont stables dans les solvants anhydres et notamment dans les bases non pronques comme la pyridine anhydre (K. K. OGILVIE. D. W. ENTWISTLE. Carbohydrate Res., 1981, 89, 203-210; W. KOHLER. W. SCHLOSSER. G. CHARUBALA et W. PFLEIDERER. Chemistry and Biology of Nucléosides and Nucléotides, Académie Press. New York, 1978, pp 347-358.). D'autre part il a été clairement démontré en série ribonucléotide que l'utilisation des 2'-O-silyl nbonucléosides dans la synthèse d'oligoribonucléotides conduit exclusivement à des liaisons 5'-3' (K. K. OGILVTE. M. J. NEMER. Tetrahedron Lett., 1980, 21, 4159: R. T. PON et K. K. OGILVIE. Tétrahedron Lett., 1984, 25, 713; R. T. PON, et K. K. OGILVIE, Nucléosides Nucleotιdes, 1984. 3, 485. P. J. GAREGG, I. LINDH, J. STAWTNSKI. et R. STROMBERG, Tétrahedron Lett., 1986, 27, 4055-4058). La synthèse de phosphoramidites n'est pas stéréospécifique et la formation en quantités égales des deux diasteréoisomères est due à la chiralité de l'atome de phosphore de configuration R ou S. La formation de ces deux produits n'est pas gênante dans la mesure où les réactions d'oxydation ultérieures suppriment cette chiralité.
II. 2. PARTIE EXPERIMENTALE
Méthode générale pour la préparation des 5'-O-diméthoxytrityl N-acyl 4'-thio-ß-D-ribonucléosides 23 a-d.
A une solution de N-acyl ß-D-thioribonucléoside 23 a-d (1mmole) dans la pyridine anhydre (5.6ml) est ajouté du chlorure de diméthoxytrityle (1.27mmole, 430mg). Le mélange réactionnel est agité à température ambiante sous atmosphère inerte pendant 90 à 120 min puis du méthanol (1ml) est ajouté. Après 10 minutes d'agitation supplémentaire, le mélange réactionnel est versé sur une solution aqueuse saturée de bicarbonate de sodium (25ml) et les produits sont extraits avec du dichlorométhane (2 × 20ml). Les phases organiques sont lavées avec de l'eau (2 × 100ml) puis séchées sur sulfate de sodium et filtrées. Le filtrat est évaporé sous pression réduite et le résidu obtenu est chromatographie sur une colonne de gel de silice. L'élution est effectuée avec un mélange CH2Cl2/MeOH : 98/2 en présence de triéthylamine 1%; les fractions contenant le produit sont évaporées à sec et les nucléosides 23 a-d sont obtenus sous forme d'une huile. 1-[4'-thio-5'-O-diméthoιvtrityle-ß-D-ribofurannosyl]Thymine 23 a.
Rendement: 68 %.
Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z = 577 [M+H]+, 303 [DmTr]+
RMN 1H (DMSOdé, 360MHz) δ 11,24, ( s, 1 H, NH); 7,44, ( s, 1 H, H6): 6.87-7.30. ( m, 13 H, H Aromatiques); 5,83, ( d, 1 H, H1 ', J1 ',2' = 7,0); 5,53, ( d 1 H, OH2', JOH.2' = 5.8): 5.30, ( d, 1 H, OH1 ', JOH,3' = 4,7): 4.14, ( dd, 1 H, H2', J2',1' = 6.9. J2',3' = 3.0): 4.00. ( t 1 H, H3', J3',2' = 3,0, J3',4' = 3.0); 3,69, ( s, 6 H, OMe); 3,30, ( dd, 1H, H4'). 3.13. ( m, 2 H, H5', H5"); L60, ( s, 3 H, CH3). 1-[4'-thio 5'-O-diméthoιytrityle ß-D-ribofurannosyl]Uracile 23 b.
Rendement 70%. RMN 1H (DMSOd6, 360 MHz) δ 11.31, (s. 1 H, NH); 7.70, (d, 1 H, H6, J6,5 = 8.0). 7.40-6 89. (m, 13 H, H aromatiques du groupement dmTr); 5.84. (d, 1 H, H 1 ', J1',2' = 5.7). 5.53. (d, 1 H, OH2', JOH2',2' = 5.6), 5.48, (d, 1 H, H5, J5,6 = 8.0); 5.26. (d, 1 H, OH3', JOH3',3' = 4.45); 4.02. (m, 2 H, H2', H3 '): 3.74, (s. 6 H, OMe); 3.31, (m, 3 H, H4', H5', H5").
Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m z = 563 [M+H]+, 303 [DmTr]- 1-[4'-thio 5'-O-diméthoxytrityle ß-D-ribofurannosyl]N-4-benxoylCytosine 23 c
Rendement 69 %.
RMN 1H (DMSOd6. 250 MHz) δ 1 1.32. (s. 1H, NH); 8.40, (d, 1H, H6, J6,5 = 7.5); 8 01. (d, 2H, Ho du groupement benzoyle): 7.63, (d, 1H, H5, J5,6 = 7.3); 7.44. (m, 17H, H aromatiques du groupement DmTr et Hm,p du groupement benzoyle); 5.88.(d, 1H, H 1'. J 1',2' = 4.1); 5.73, (d, 1H, OH2', JOH.2' = 5.2); 5.27,(d, 1H, OH3', JOH.H3' = 5.7), 4.06,(m, 1H, H2',J2',1' = 4.0, J2',3' = 3.7, J2'.OH = 5.2); 4.03,(m, 1H, H3', J3',2 ' = 3.7. J3',4' = 5.3. J3',OH = 5.7); 3.76.(s. 6H, OCH3 du groupement DmTr); 3.43,(m, 3H, H4', H5'et H5"). Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z = 666 [M+H]+ , 517 [M+H-∅CONH2] +, 303 [DmTr] + 1-(4'-thio S'-O-diméthoxytrityle ß-D-ribofurannosyl]N6-benzoylAdénine 23 d
Rendement 70 %
RMN 1H (DMSOdé, 250 MHz) δ 1 1.25,( s. 1H, NH); 8.63, (s, 1H, H8); 8.57, (s. 1H, H2); 8.04. (d, 2H, Ho du groupement benzoyle); 7.51, (m, 13H, H aromatiques du groupement DmTr): 6.92. (d, 3H, Hm,p du groupement benzoyle); 5.98. (d, 1H, H1', J1',2' = 5.8): 5.75. (d, 1H, OH2'. JOH,2' = 3.5); 5.45. (d, 1H, OH3', JOH,3' = 2.5); 4.70, (m, 1H, H2'). 4.26. (m, 1H, H3' ); 3.74,( s, 6H, OCH3 du groupement DmTr); 3.53, (m, 3H, H4',H5' et H5")
Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z = 690 [M+H]+, 303 [DmTr]+
Méthode générale pour la préparation des 2'-O-tert-butyldiméthylsilyl-4'-thio-5'-O-diméthoxytrityl-N-acyl-ß-D-ribonucléosides 24 a-e et de leur isomère 3'-TBDMS 25 a-e.
A une solution de 5'-O-diméthoxytrityl 4'-thio N-acyl ß-D-ribonucléoside 23 a-d ( 1mmole) dans le THF anhydre ( 10ml) est ajouté du nitrate d'argent (1.2mmole. 203mg). Le mélange réactionnel est alors agité 5 minutes a température ambiante avant l'addition du chlorure de tert-butyldiméthylsilyle (TBDMSCI. 1.3mmole, 195mg) et de la pyridine anhydre (3.7mmole, 0.193ml). L'agitation à température ambiante est alors prolongée pendant 24 h. puis la solution hétérogène est filtrée avant d'être versée dans une soludon aqueuse de bicarbonate de sodium à 5% (30ml). Les produits sont extraits avec du dichlorome-hane (3x20ml) et les phases organiques sont lavées avec de l'eau puis séchées sur sulfate de sodium et filtrées. Le filtrat est évaporé à sec et le résidu est chromatographie sur une colonne de gel de silice en utilisant comme éluant un mélange de CH2Cl2/AcOEt : 95 '5 puis de CH2Ch/AcOEt:80/20 . Les fractions contenant le produit désiré (2'-O-TBDMS. 24 a-d) sont regroupées et évaporées à sec. L'isomère 3'-O-TBDMS 25 a-d est ensuite obtenu.
1 -[ 2'-O-tert-butyldiméthylsilyl-4'-thio-5'-O-diméthoxytrityl-ß-D-ribofurannosyl) Thymine 24 a.
Rendement: 33 %.
Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z = 691 [M+H]+, 713 [M+Na]+.
RMN 1H (DMSOd6, 300MHz): δ 11.36, ( s, 1 H, NH); 7,58, ( s, 1 H, H6): 7.33-6.90. ( m,
13 H, H Aromatiques): 5.89. ( s. 1 H, H1', J1',2' = 6,1); 5.27, ( m, 1 H, OH3'): 4.20. ( dd, 1
H, H2', J2',1' = 6.10, J2',3' = 3,5): 3.97, ( m, 1 H, H3'); 3.73, ( s, 6 H, OMe): 3.36. ( m, 1 H, H4'): 3.25. ( m, 2 H, H5', H5"); 1.58. ( s. 3 H, CH3); 0.81, ( s, 9 H, tert-butyl): 0.0. ( d, 6 H,
Me2Si). 1-[2'-O-tert-butyldiméthylsilyl-4'-thio-5'-O-diméthoxytrityl-ß-D-ribofurannosyl]Uracile 24 b.
Rendement 56% .
Tf= 114°C.
RMN 1H (DMSOdß, 360 MHz): δ 11.20, (s. 1 H, NH); 7.81. (d, 1 H . H6. J6.5 = 8.1 ); 7.30-6.89. (m, 13 H, H aromatiques du groupement dmTr) 5.84, (d, 1 H, H1 ', J1',2' = 5.5): 5.50. (d, 1 H, H5. J5,6 = 8.1): 5.23. (d, 1 H, OH3', JOH3',3' = 4.7); 4.1 1, (q. 1 H, HT. J2',1 ' = 5.5. J2',3 ' = 3.5): 3.95. (m, 1H. H3 '): 3.74. (s. 6 H, OMe): 3.38. (m, 2 H, H4', H5' J4' ,5' = 3.28. (m, 1 H, H5"): 0.82. (s. 9 H, tert-butyl); 0.05, (m, 6 H, Me2Si).
Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z = 677 [M+H]+, 619 [M+H-teri-butane]-. 303 [dmTr]- 1-[2'-O-tert-butyldiméthylsilyl-4'-thio-5'-O-diméthoxytrityl-ß-D-ribofurannosyl] N4-benzoylCytosine 24 c.
Rendement 32%.
RMN 1H (DMSOd6, 250 MHz): δ 11.31. (s. 1H, NH); 8.51, (d, 1H, H6, J6.5 = 7.3): 8.01. (d, 2H, Ho du groupement benzoyle): 7.51. (m, 14H, H aromatiques du groupement DmTr et H5): 6.93,( d, 3H, Hm,p du groupement benzoyle): 5.93.(d 1H, H1 ', J1',2 ' = 3.0): 5.20.(d, 1H, OH3', JOH.H3' = 5.0); 4. 14.(m, 1H, H2'): 4.00.(m, 1H, H3'): 3.76.(s. 6H, OCH3 du groupement DmTr); 3.38.(m, 3 H, H4', H5' et H5"): 0.86. (s. 9H, tert-butyl): 0 60. (d, 6H, Me2Si).
Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z 780 [M+H]+. 303 [DmTr]- 1-[2'-O-tert-butyldiméthylsilyl-4'-thio-5'-O-diméthoxytrityl-ß-D-ribofurannosyl] N6-benzoylAdénine 24 d.
Rendement 35 % RMN 1H (DMSOd6, 250 MHz): δ 1 1.25,( s, 1H, NH); 8.64, (s, 1H, Hg); 8.61, (s. 1H, H2); 8.04. (d, 2H, Ho du groupement benzoyle); 7.51, (m, 13H, H aromatiques du groupement DmTr): 6.95, (d, 3H, Hm,p du groupement benzoyle); 6.01, (d, 1H, H1 ', J 1',2' = 5.8); 5.48. (d, 1H, OH3', JOH,3' = 2.5): 4.70, (m, 1H, H2'); 4.26, (m, 1H, H3'); 3.75,( s. 6H, OCH3 du groupement DmTr); 3.53, (m, 3H, H4',H5' et H5"); 0.82, (s, 9H, tert-butyl): 0.50, (d, 6H, Me2Si).
Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z 804 [M+H]+, 303 [M+H]+ 1-[3'-O-tert-butyldiméthylsilyl-4'-thio-5'-O-diméthoxytrityl ß-D-ribofurannosyl]
Thymine 25 a.
Rendement 13%.
RMN 1H (DMSOd6, 360 MHz): δ 11.34, (s, 1H; NH); 7.46, (s, 1H, H6); 7.89-7.30. (m, 13H, H aromatiques); 5.87,( d, 1H, H 1', J 1',2' = 7.8): 5.46, (d, 1H, OH2', JOH,2' = 5.1 ); 4 13. (m, 1H, H3'): 4.11,(m, 1H, H2', J 2',1' = 7.8, JOH,2' = 5.1); 3.73, (s, 6H, OMe); 1.66. (s, 3H, CH3); 0.84,(s, 9H, tert-butyl); 0.50,(d, 6H,Me2Si). 1-[3'-O-tert-butyldiméthylsilyl-4'-thio-5'-O-diméthoxytrityl ß-D-ribofurannosyl]
Uracile 25 b.
Rendement 27%
Tf = 109°C.
RMN 1H (DMSOdé, 360 MHz): δ 1 1.30,(s, 1 H, NH); 7.70, (d, 1 H, H6, J6,5 = 8.0); 7.30-6.89. ( 13 H, H aromatiques du groupe-ment dmTr): 5.84, (d, 1 H, H1', J 1',2' = 7.3): 5.57. (d, 1 H, H5. J5,6 = 8.0); 5.46, (d, 1 R OH2', JOH2',2' = 5.1): 4.12. (t 1 H, H3' J 3',2' = 3.1. J3',4' = 3.1); 4.03. (m, 1 H, H2' ); 3.74, (s, 6 H, OMe); 3.41, (m, 1 H, H4')- 3.21. (m, 2 H, H5', H5"); 0.08, (s, 9 H, tert-butyl); 0.02. (m, 6 R Me2Si).
Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z 677 [M+H]+, 619 [M+H-tert-butane]-, 303 [dmTr]+.
Ce composé a été mis en présence avec une solution édianol/triéthylamine 0.25% (v/v) pendant une 12 h à température ambiante pour donner en proportion égale un mélange 24 b et 25 b. 1-[3'-O-tert-butyidiméthylsilyl-4'-thio-5'-O-diméthoxytrityl ß-D-ribofurannosyl]N4-benzoyl Cytosine 25 c.
Rendement 31 %.
RMN 1H (DMSOd6, 250 MHz), δ 1 1.33, (s. 1H, NH); 8.40. (d, 1H, H6, J6.5 = 7 4); 8 01. (d, 2H, Ho du groupement benzoyle): 7.60, (m, 14H, H aromatiques du groupement DmTr et H5); 6.92, ( d, 3H, Hm,p du groupement benzoyle): 5.92,(d, 1H, H1', J 1',2' = 5.3). 5.60.(d, 1H, OH2', JOH ,2' = 5.0); 4.15,(m, 2H, H2', H3'); 3.75,(s, 6H, OCH3 du groupement DmTr); 3.38,(m, 3H, H4', H5' et H5"); 0.79, (s, 9H, tert-butyl); 0.00, (d, 6H, Me2Si) Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z 780 [M+H]+, 303 [DmTr]+ 1-[3'-O-tert-butyldiméthylsilyl-4'-thio-5'-O-diméthoιytrityl ß-D-ribofurannosyl]N6-benzoyl Adénine 25 d.
Rendement 29% .
RMN 1H (DMSOd6, 250 MHz): δ 1 1.25,( s. 1H, NH); 8.64, (s, 1H, Hg); 8.61, (s, 1H, H2);
8.04. (d, 2R Ho du groupement benzoyle). 7.51. (m, 13H, H aromatiques du groupement
DmTr): 6.95. (d, 3H, Hritp du groupement benzoyle); 6.01, (d, 1H, H 1' J1',2' = 5.8): 5.79.
(d, 1H, OH2'. JOH,2' = 3.5); 4.70. (m, 1H, HT); 4.26. (m, 1H, H3'); 3.75,( s. 6R OCH3 du groupement DmTr); 3.53. (m, 3H, H4',H5' et H5"): 0.82, (s, 9H, tert-butyl): 0.01. (d, 6H,
Me2Si).
Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z 804 [M+H]+, 303 [M+H]+
Méthode générale de préparation des ß-D-ribonucléoside phosphoramidites 26 a-d.
A une solution des composés 24 a-d ( 1 mmole) dans du dichlorométhane anhydre (3.8ml) sont ajoutés sous atmosphère mené d'argon la N,N,N-diisopropyléthylariune (4 mmoles. 0.7ml). la chloro N,N-diisopropylaminométhoxyphosphine (2.5mmole). 0.48ml) et la 4-N,N-dimémylaminopyridine (0.2mmole, 24.4mg). Le mélange réactionnel est agité de 40 à 90 minutes à température ambiante puis est dilué avec de l'acétate d'étiiyle (35ml). La solution résultante est lavée avec de la saumure (4×50ml) puis avec de l'eau (2×50ml). La phase organique est séchée sur sulfate de sodium, filtrée et évaporée sous pression réduite. Le résidu est chromatographie sur colonne de gel de silice et l'élution est réalisée à l'aide d'un mélange de cyclohexane, de dichlorométhane et de tnéthylamine ( 100/0/0.1 à 50/50/0.1). Les produits 26 a-d sont obtenus sous la forme d'une poudre blanche après lyophilisation dans le benzène. 1-[2'-O-tert-butyldiméthylsilyl-3'-N,N-diisopropyiméthoxyphosphoramidite-4'thio-5'-O-diméthoιytrityle-ß-D-ribofurannosyl]Thymine 26 a (mélange diastéréoisomérique) Rendement: 89%.
RMN 31p (CD3CN): δ 151,32 et 150.03.
RMN 1H : δ 7.99, (s, 1 H, NH), 7.65, (d, 1 H, H6); 7,35-6.80, (m, 13 H, H aromatiques ): 5.97. (m, 1 R H1 '); 4,25, (m, 1 H, H 2 '): 4.13, (m, 1 H, H3'); 3.78. (s, 6 H, OMe): 3.68. (m, 1 H, H4O: 3.54. (m 2 H, H5', H5"); 3.35 (m, 3 H, MeO du groupement phosphoramidite): 3.25, (m, 2 R CH des groupements isopropvle); 1.60, (m, 3 H, CH3): 1.15. (m, 12 H, CH3 des groupements isopropvle); 0.86, (s. 9 H, tert-butyl); 0.05, (m, 6 H, Me2Si).Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z = 852 [M-H]+ 1-[2'-O-tert-butyldiméthylsilyl-3'-N,N-diisopropylméthoxyphosphoroamidite-4'thio-5'-O-diméthoxytrityle-ß-D-ribofurannosyl]Uracile 26 b (mélange diastéréoisomérique ) Rendement 78%.
RMN 3 lP (CDCI3): δ 150.65 et 150.50 RMN 1H (CD3CN,250 MHz): δ 7.99, (s, 1 H, NH). 7.22, (m, 1 H, H6): 7.30-6.89. (m, 13 H, H aromatiques du groupement DmTr); 5.90. (m, 1 H, H 1'); 5.50. (m, 1 H, H5): 4.13. (m,
2 H, H2'. H3O; 3.80, (s, 6 H, OMe du groupe DmTr); 3.58. (m, 3 H, H4', H5', H5"); 3.42.
(m, 2. H, 2 CH des groupements isopropyle): 3.30 (m, 3 H, MeO du groupement DmTr).
1.19. (m, 12 H, CH3 des groupements isopropyle); 0.84, (s, 9 H, tert-butyl): 0.05. (m, 6 H,
Me2Si).
Spectrométrie de masse FAB>0 NOBA m/z = 534 [M+H-DmTrH]+ 1-[2'-O-tert-butyldiméthylsilyl-3,-N,N-diisopropylméthoxyphosphoroamidite-4'thio-5 -O-diméthoxytrityle-ß-D-ribofurannosyl] N4-benzoyl Cytosine 26 c
Rendement 75% .
RMN 31 p (CD3CN): δ 151.30 et 150.05
Spectrométrie de masse FAB>O PEG m/z 941 [M+H]+. 637 [M+H-DmTrH], 303 [DmTr]+ 1-[2'-O-tert-butyldiméthylsilyl-3'-N,N-diisopropylméthoxyphosphoroamidite-4'thio-5'- O-diméthoxytrityle-ß-D-ribofurannosyl] N6-benzoyl Adénine 26 d
Rendement 71% .
RMN 3 1p (CDCI3): δ 151.26 et 150.01
Spectrométrie de masse FAB>O PEG m/z 964 [M+H]+. 600 [M+H-DmTrH] 303 [DmTr]+
II. 3 Fonctionalisation du support solide (Schéma 10).
Le support solide ou LCA-CPG ( Long Chain AUcylamme Controlled Pore Glass) P-1 a tout d'abord été activé par une solution d'acide trichloroacétique à 3 % dans le dichlorométhane à température ambiante pendant 2 à 3 heures afin de libérer le plus grand nombre de groupements amino. ce qui conduit au maximum de sites réactifs sur la surface des billes de verre. Le support ainsi activé P-2 est alors fonctionnalisé par couplage avec de l'anhydride succinique dans la pyridine en présence de 4-DMAP ce qui conduit à P-3. Dans l'étape suivante, le nucléoside 3'-silylé 25 est utilisé puisqu' il a été obtenu pendant la reaction de silylation des thioribonucléosides et n'est pas nécessaire pour la synthèse d'oligothionucléotides contenant la liaison phosphodiester 3'-5', Ainsi. P-3 active par le 1-(3-diméthylaminopropyl) 3-éthylcarbodiimide (DEC) en présence de 4-DMAP est mis en réaction dans_la pyridine anhydre avec le 5'-O-DmTr-3'-OTBDMS ß-D-ttuoribonucléoside 25. Les sites non utilisés du support sont masqués à l'aide de pipéridine. Une dernière étape de masquage à l'anhydride acétique en présence de collidine dans le THF conduit à P-6. La quantité de nucléoside fixée sur le support est déterminée par spectrophotometrie U V. en mesurant la quantité de cation diméthoxytrityle libéré après un traitement par une solution a 10 % d'acide trichloroacérique dans le dichlorométhane. Le degré de fonctionnalisation varie de 21 à 38 μmole par gramme de support suivant la nature de la base nucléosidique
Figure imgf000043_0001
( i = TCA3%, CH2CI2; ii = anhydride succinique, DMAP, Pyr.; iii = 5'-o-DmTr-4'-thio-3'-o- TBDMS-ß-D-ribonucléoside, DMAP, NEt3, DEC Pyr.; iv = pentachlorophénol.
v = pipéridine; vi = Ac2O 0.5M dans THF )
SCHEMA 10 II. 4. Synthèse automatisée des thiooligonucléotides (Schéma 11).
Les thiooligonucléotides ont été synthétisés sur un synthétiseur à ADN (Applied Biosvstems modèle 381 A). Le cycle d'élongation comporte quatre étapes importantes .
Détritylation du nucléoside ou de l'oligonucleotide fixé sur le support solide.
Condensation du phosphoramidite activé par le tétrazole sur l'hydroxyle 5' libre du nucléoside ou de l'oligonucleotide.
Masquage des fonctions 5'-hydroxyles qui n'ont pas réagi.
Oxydation des fonctions phosphitetnester en phosphotriester.
SCHEMA 11 - DEPROTECTION ET DECROCHAGE
Figure imgf000045_0001
Figure imgf000046_0001
Chaque synthèse a été effectuée sur une colonne contenant 40 mg de support solide. Le rendement de chaque incorporation est de 98 % évalué en mesurant la concentration des cations dùnéthoxytrityles récupérés après chaque couplage par traitement du support à l'acide trichloroacétique.
Des lavages sont effectués entre chaque étape, et la durée d'un cycle d'élongation est de 21.1 minutes pour la synthèse de l'homododécamere 4'-thio-ß-D-ribonucléotide ( ßrSU 12) ( Tableau 1 ).
Figure imgf000047_0001
II. 5. Décrochage, Déprotection et Purification du thiooligomère
Après avoir réalisé les étapes de déprotection des méthoxyphosphate diesters au thiophenol. le décrochage du dodécamère du support solide par l'ammoniaque, la deprotection des hydroxyles par le TBAF. le thiooligomère a été dessalé sur une colonne d'exclusion G-25 DEAE Sephadex où sur une colonne ionique A-25 Sephadex DEAE et purifié par CLHP en phase inverse.
II.6. PARTIE EXPERIMENTALE. Exemple I : Synthèse de l'homododécamere ßrSU 12.
I- 1 Synthèse du support solide:
Le support solide P-1 (2.415 g) est mis en suspension avec une solution (50 ml) d'acide trichloroacétique à 3 % dans CH2CI2 anhydre. Après 4 h 15 d'agitation. 50 mJ d'une solution de triethylamine et de diisopropylamine (9: 1) est ajoutée et après 5 mn d'agitation la solution est filtrée. Le support solide P-2 ainsi obtenu est lavé par du dichlorométhane ( 2 × 50 ml) puis par de l'éther (50 ml) et mis à sécher.
Le support solide P-2 est ensuite mis en suspension dans de la pyridine anhydre ( 14.5 ml) en présence d'anhydride succinique (0.48 g) et de DMAP (0,0805 g). La suspension est agitée pendant 20 heures puis filtrée. Le support solide P-3 est alors lave avec de la pyridine anhydre (50 ml), du dichlorométhane (2 × 50 ml) et de l'édier (2 × 50 ml) puis mis a sécher sous vide.
Condensation du support solide P-3 avec le 1-[3'-O-tert-butyldiméthylsilyl-2'-hydroxy-4'thio-5'-O-diméthoxytrityle-ß-D-ribofurιnnosyl]Uracile 25 b
Un mélange de P-3 (2,415 g) de 1-[3'-O-tert-butyldiméthylsilyl-2'-hydroxy-4 'thio-5'-O-diméthoxytrityle-ß-D-ribofuraimosyl]Uracile 25 b (333 mg. 1 éq.) de la DMAP ( 29 5 mmg. 0.5 éq.) de la triethylamine (0.146 mg. 202 μl. 0.003 éq.) et du DEC (920 mg, 10 eq ) dans 29 ml de pyridine anhydre est agité 3 jours a température ambiante.
On ajoute ensuite du pentachlorophénol (321 mg, 2.5 éq.) et on laisse sous açtation 24 heures supplémentaires. Le support solide est alors filtré, rincé avec de la pyridine anhydre (2 × 50 ml) puis avec du dichloromethane (2 × 50 ml) et de l'éther (2 × 50 ml)
Immédiatement après, on traite le support solide P-5 par 25 ml de pipendine Apres agitation à température ambiante pendant 24 heures, le support solide est filtre. lave par du dvichlorométhane (2 × 50 ml) puis de l'édier (2 × 50 ml) et mis à sécher sous vide Le support solide sec (2,415 g) est mis en présence d'une solution d'anhydride acétique (0.5 M) dans le THF ( 15 ml) et d'une solution de collidine (0,5 M) dans le THF ( 15 ml). Apres 4 heures de reaction, le support solide est lave avec de la pyridine anhydre (2 x 50 ml), du dichlorométhane (2 × 50 ml), du THF (2 × 50 ml) et de l'éther (2 × 50 ml),
P-6 ainsi obtenu est mis à sécher sous vide.
I-2) Détermination du taux de fonctionnalisation du support solide P-6.
Cette détermination s'effectue par dosage des groupements DmTr libérés en milieu acide On pèse exactement 38.0 mg de P-6 qui sont mis en suspension dans 3.4 ml d'une solution d'acide para-toluène sulfonique (0.1 M) dans l'acétonitrile. Le mélange est agité 15 mn puis soniqué pendant 2 mn.
On ajuste alors le volume à 10 ml avec la solution 0.1 M d'acide para-toluène sulfonique dans l'acétonitrile. On prélève 0.3 ml de cette solution à laquelle on ajoute 5 ml de la solution 0.1 M d'acide para-toluène sulfonique. La lecture de la DO (0.317 unité de DO) à 500 nm nous permet de calculer le degré de fonctionnalisation du support P-6 qui est dans ce cas de 21 μmole/gramme de support solide.
I-3) Syndièse automatisée de l'homododécamere ßrSU12
La synthèse est effectuée sur une colonne contenant 39.8 mg de support solide fonctionna lise à 21 μmole/g de résine, soit 0.835 μmole ( 1 éq) de 4'-thioundine.
Chaque cycle d'élongation nécessite un excès de synthon phosphoramidite (20 μmole. 24 éq) soit 240 μmole au total pour la synthèse du dodécamère. Le synthénseur prélevant 200μl d'une solution 0.1 M de synthon dans l'acetonitrile par incorporation.
La durée d'un cycle d'élongation est de 21.1 mn (Tableau 1 ).
L'étape de couplage a été considérablement augmentée (900 s contre 45 s dans le cas d'un désoxynucléoside) à cause de la moindre reactivité du synthon nbonucléotide
Le dosage des cations diméthoxytrityles libérés à chaque étape de detritylation a permis d'évaluer le rendement moyen d'incorporation de l'unité thioribonucléondique à 98,7 % .
I-4) Décrochage, déprotection et purification du duo homododécamère ßrSU12
Le support solide portant le thio-homododecamère ßrSU12 est traité par 5 ml d'une solution de thiophénol. triethylamine. dioxane 1. 2 ( 1/2/2) pendant une demi-heure à température ambiante.
La solution de thiophénol est alors filtrée et le support lavé par une solution d'ammoniaque
32 % dans l'edianol 95 (3/1 : v/v) ( 3 × 500μl) pour décrocher le thio-homododecamere du support solide. La solution ainsi obtenue est évaporée, reprise par 500 μl d'eau puis lyophilisée. L'oligomère est alors dissout dans 300 μl d'une solution de TBAF ( 1.1 M) dans le THF Le mélange réactionnel est laissé sous agitation pendant 24 heures. La réaction est alors stoppée avec 300 μl d'une solution aqueuse d'acétate d'ammonium (0.05 M).
La solution est évaporée à sec. coévaporée 3 fois avec de l'eau et le résidu chromatographie sur colonne de gel d'exclusion Sephadex G-25. Les fractions contenant le thioohgomere sont rassemblées, évaporées à sec et analysées par CLPH,
Analyse et Purification du thio-oligomère ßrSU12 obtenu.
L'analyse CLPH du thiooligomère a été effectuée sur une colonne Beckman C-18 RP 3 μ x LODS Ultrasphère dans les conditions de gradient suivantes:
A. 10 % d'acétonitrile dans une solution aqueuse 0,05 M d'acétate de triéthylammonium
B. 15 % d'acétonitrile dans une solution aqueuse 0,05 M d'acétate de triéthylammonium Gradient:
A- - - - - - - - - - - -B - - - - - - - - -B - - - - - - - - - A
20' 10' 5'
Temps d'analyse: 30'.
Dans ces conditions, on constate que le thiooligomère est pur à 92.73 %.
On effectue alors une purification de ßrSUi2 sur colonne semi-préparanve Nucleoss l avec un gradient:
A- - - - - - - - - - - - - -B - - - - - - - - - -B - - - - - - - - - - -A
15' 10' 5'
On obtient dans ces conditions le ßrSUπ avec une pureté de 94.42 % suffisante pour les études ultérieures.
Exemple II: Synthèse du dodécamère ß ( SrT)1 dT11.
II-1) Synthèse du support solide.
Le support solide fonctionnalisé à 1 μmole pour 35 mg de résine de 2'-desoxythymidine ainsi que les synthons 1-[ 5'-O-DmTr-3'-O-N,N-diisopropylamino cyanoéthyl phosphine. 2'-désoxy-ß-D-ribofurannosyl thymine sont commercialisés par Applied Biosystems
II-2) Synthèse automatisée de ß ( SrT)1 dT11.
La symhèse est effectuée sur une colonne contenant 35 mg de support solide soit l μmole de 2'-désoxythymidine. Chaque cycle d'élongation nécessite un excès de synthons phosphoramidite (20 μmoles. 20 eq) soit 220 μmole de synthons 2'-désoxythyriudine et 2 0 μmoles de synthon 4'-thio-thymidine 5. Le synthétiseur prélevant 200 μmoles par incorporation d'une solution 0.1 M de chaque synthon dans l'acétonitrile. La durée d'un cycle d'incorporation d'une unité désoxythymidine est de 5.5 mn .Alors qu'elle est de 20.1 mn pour un cycle d'incorporation du syntlion 4'-thiothymidine.
L'augmentation de la durée du cycle d'incorporation du syntiion chimère est due à l'étape de couplageiie 909 ' contre 36 ' pour le synthon 2'-désoxythymidine.
Le dosage des cations diméthoxytrityles libérés à chaque étape de détritylation a permis d'évaluer le rendement moyen d'incorporation de l'unité 2'-désoxythymidine à 98.5 % et 93.5 % pour le synthon 4'-thiothymidine.
II-3) Décrochage déprotection et purification du ß (SrT)1 dT11 Le support solide portant l'oligomère ß (SrT)1 dT11 est traité par une solution d'ammoniaque (32 %) dans l'edianol 95 (3/1. v/v) (3 × 500 μl) pendant 3 cycles de 20 mn chacun afin de décrocher l'oligomère de son support, puis le dodécamère est incube pendant 2 hr dans une étuve sèche dans le même mélange afin de déprotégef les fonctions cyanoédiyl et méthoxy.
L'oligomère est ensuite évaporé sous vide, repris par 500 μl d'eau et lyophilisé
La déprotection des groupements TBDMS est éffecmée selon le protocole mis au point dans l'exemple I.
Le résidu obtenu est chromatographie sur colonne de gel de DEAE Sephadex A-25 Les fractions contenant l'oligomère sont rassemblées, évaporées à sec et analysées par CLPH Analyse et Purification du ß (SrT)1 dT1 1 par CLPH,
L'analyse CLPH de l'oligomère a été effectuée sur une colonne Beckman C 18 RP 3 μ
Ultrasphère dans les conditions de gradient suivantes:
A: 6 % d'acétonitrile dans un tampon acétate de methyl ammonium 0.05 M.
B: 20 % d'acétonitrile dans un tampon acétate de triethyl ammonium 0.05 M.
A- - - - - - - - - - - - - - - - -B- - - - - - - - - - - - - - - B
15' 10'
Temps d'analyse : 25 mn.
Dans ces conditions, l'oligomère est pur à 49,3 %.
une purification de ß ( SrT)1 dT1 1 est alors effectuée par CLPH semi-préparative avec une colonne Nucleosyl dans les conditions de gradient suivantes:
A- - - - - - - - - - - - - - - B- - - - - - - - - - - - - -B
15' 5'
Le 12-mer présente alors un temps de rétention de 12.99 mn et une pureté supeneure a 99 % .
H,4.: Synthèse du dodécamère ß àT5 (SrT) dT6 II-4.1) Synthèse du support solide
Le support solide défini dans l'exemple II a ete unhsé. II-4 2) Synthèse automansee de ß dT5 (SrT) dT6.
Les mêmes conditions de synthèse mises au point pour la synthèse de ß ( SrT)1 dT 11 ont ete unhsées.
Le dosage des cations dimethoxytrityles libères à chaque étape de detritylation a permis d'évaluer le rendement moyen d' incorporation de l'unité 2'-désoxythymidine a 99 3 % et a 96.1 % pour le synthon 4'-thiothymidine.
II-4.3) Décrochage et purification du ß dT5 (SrT) dT6
Le traitement de cet ohgomére a ete effectué selon le protocole mis au point dans 1 exemple II L'analyse et la purification CLHP. réalisée dans les mêmes conditions de gradient révèle un temps de rétention de 13.18 minutes et une pureté spectrophotometrique a 260mm de 100
III. SYNTHESE AUTOMATISEE DE 4'-THIO-OLIGORIBONUCLEOTIDES ET
OLIGOMERES MIXTES.
On décrit la synthèse d'un 4'-dιio-ribo ohgomere homogène 1 dinge sur la séquence d'epissage acceptrice du gène tat du HIV, On montre qu'il est ensuite possible d'obtenir des oligomères mixtes comprenant une séquence limitée d'ADN présentant des liaisons phosphodiesters (séquence 4) ou phosphorodùoates (séquence 5)
De telles séquences mixtes 5'- (4'-S-ARN / ADN / 4'-S-ARN)-3' 4 et 5 peuvent être utilisées dans une approche antisens et sont susceptibles d'être hautement sélectives dans la mesure ou la "fenêtre" de structure ADN sera seule substrat de la RNAse H après appartement de l'antisens avec une cible complémentaire. Il est à noter que la "fenêtre" ADN (phosphodiester ou phosphorothioate) peut être de longueur variable - dans les séquences 4 et 5 il y a six désoxynucléotides - et que cette "fenêtre" peut être inc-use i n'importe quelle position de l'oligomère, même aux extrémités 5' et / ou 3'.
Complément-urement cette possibilité ouvre la voie a la conception de nbozymes amficiels
(homogènes ou non) comportant des séquences d'oligo-ribonucléondes 4'-S-ARN
On a syndiéosé un certain nombre de 4'-duo-ohgoribonucléondes homogènes (4'-S-ARN) sur un synthétiseur à ADN (Applied Biosystems modèle 381 A) en utilisant le procedé général décrit précédemment.
C'est le cas notamment: du 4'-Sr-(A-C-A-C-C-C-A-A-l-U-C-U) 1
du 4'-Sr-(U-U-U-U-U-U), (4'-SrU6), 2
et du 4'-Sr-(U-U-U-U-U-U-3'-P-CH2-CH2-CH2-OH), (4'-SrU6-3'n-prOH) 3
L'expression 4'-Sr veut dire : oligoribonucléotide de configuration β ou l'oxygène du cycle furannose des sucres est remplacé par un atome de soufre.
3'n-prOH signifie qu'une fonction n-propanol est fixée sur le groupement phosphate introduit à l'extrémité 3' de l'oligoribonucléoride.
De plus, des oligomères mixtes comprenant des séquences d'oligodesoxynucleotides phosphodiester ou phosphorothioates ont été obtenus et les modifications apportées au cycle d'élongation sont décrites en prenant comme exemple les séquences suivantes
4'-Sr-(U-U-U)-d(T-T-T-T-T-T)-4,-Sr-(U-U-U) / P1 1,
[4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P1 1] 4
et 4'-Sr-(U-U-U)-d(T-T-T-T-T-T)-4'-Sr-(U-U-U)/P3PS5P3,
[4'-SrU3-dT6-4'- SrU3/P3PS5P3] 5
ou 4'-Sr a déjà été défini comme précédemment, Px correspond au nombre de liaisons phosphodiester entre les unités nucléotidiques et PSy au nombre de liaisons phosphorothioate entre les unités nucléotidiques.
Les thio-oligoribonucléotides ont été synthétisés sur un symhétiseur à ADN (Applied Biosystems modèle 381 A).
1II-1) Synthèse des -f'-ιhιoolιgorιbonucléotιdes : -f'-Sr-fA-C-A-C-C-C-A-A-U-U-C-U) 1. 4'-SrU6, 2, et 4 -SrU6-3'n-prOH 3
Le cycle d' élongation comporte quatre étapes importantes : a) Détritylation du nucléoside ou de l'oligonucleotide fixé sur le support solide dans le cas de 4'-Srll6 et de 4'-Sr-(A-C-A-C-C-C-A-A-U-U-C-U), ou bien detritylation du bras n-propanol fixé sur le support solide ou de l'oligonucleotide fixé sur le lien n- propanol dans le cas de 4'-SrU6-3'n-prOH, b) Condensation du phosphoramidite activé par le tétrazole sur lliydroxyle 5' libre du nucléoside ou de l'oligonucleotide. dans le cas de 4'-SrU6 et de 4'-Sr-(A-C-A-C-C- C-A-A-U-U-C-U) ou bien sur lliydroxyle libre du bras n-propanol ou sur l'hydroxyle en 5' de l'oligonucleotide dans le cas de 4'-SrU6-3'n-prOH, c) Masquage des fonctions 5'-hydroxyles qui n'ont pas réagi. d) Oxydation des fonctions phosphitetriester en phosphomester. Chaque synthèse a été effectuée sur une colonne contenant 40 mg de support solide Le rendement de chaque mcorporation est de 98 % évalué en mesurant la densité optique des cations dimethoxytrityles libères après chaque couplage par traitement du support a l'acide trichloroacetique.
Des lavages sont effectues entre chaque étape, et la durée d'un cycle d'elongation est de
21.46 minutes pour la synthèse des trois oligomères précités. ( Tableau 2) .
Figure imgf000054_0001
III-2 Synthèse des oligomères mixtes : 4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P114 et 4'-SrU3-dT6-4'-SrU3/P3PS5P3.
III-2-1 Oligonucléotide 4 '-SrU3-dT6-4 '-SrU3 P11 4.
La synthèse automatisée de cet oligonuciéotide reprend les quatre étapes décrues au Il- l Chaque synthèse a été effectuée sur une colonne contenant 40 mg de support solide Le rendement de chaque incorporation, est de 98 %. La durée d'un cycle d'elongation par monomère 4'-Sr-U est de 21.43 minutes contre 6.73 minutes pour un monomère dT Cette différence est due à l'augmentation du-temps de couplage d'une enrite 4'-Sr-U qui est de 91 5 secondes contre 36 secondes pour une unité dT. (tableau 3).
Figure imgf000055_0001
III-2-2 Oligonuciéotide 4' -SrU3-dT6-4 '-SrU3 P3PS5P3 5.
Les mêmes conditions de ynthèse automatisée ont été appliquées à ce dodécamère mixte comportant à la fois des liaisons phosphodiesters et phosphorothioates.
La syndièse a été effectuée à l'échelle d'une μmole soit sur une colonne contenant environ 40 mg de support solide fonctionnalisé à 21 μmole / g. Le rendement moyen d'incorporanion est de 98 %.
Lors de l'introduction d'une liaison întemucléotidique de type phosphorothioate. l'étape d'oxydation définie au paragraphe IV-2-1 (étape 4. Tableau3 ) a été remplacée par une étape de sulfurisation de 51 secondes utilisant le reactif de Beaucage ("dérivés de sulfone carboxythioanhydrîde du benzène") dissout dans l'acétonitnle a une concemration de 0.05 M.
Les autres étapes du cycle d'elongation demeurent inchangées.
III-3 Décrochage, Déprotection et Purification des 4 -thiooligoribonucléotides (4'-S-ARN). Après avoir réalisé les étapes de déprotection des méthoxyphosphotriesters en phosphodiesters par traitement au thiophénol, les 4'-thiooligoribonucléotides ont été séparés des supports solides par un traitement à l'ammoniaque. Les groupements TBDMS introduits sur les hydroxyles en 2' ont été déprotégés par une solution de TBAF dans le THF. Les thiooligomères sont ensuite dessalés sur une colonne d'exclusion DEAE Sephadex G-25 puis purifiés par CLHP en phase inverse.
III-4 PARTIE EXPERIMENTALE.
Exemple I : Synthèse des hexamères : 4'-SrU6 2 et 4'-SrU6-3'n-prOH, 3.
I-1 Synthèse des supports solides: Le support solide nécessaire à la synthèse de 4'-SrU6, 2 est le même que celui utilisé pour la synthèse de ßrSU12'.
La synthèse de 4'-SrU6-3'n-prOH 3 nécessite l'utilisation du support solide universel
Figure imgf000056_0001
A partir de l'intermédiaire P-3 décrit dans le Brevet n° 92 01275, un mélange de l-O-DmTr-propanol-3 (1 éq.), de DMAP (29,5 mg, 0,5 éq.), de triethylamine (0, 146 mg, 0,003 éq.) de DEC (920 mg, 10 éq.) et de P-3 (2,415 g) est agité dans 29 ml de pyridine anhydre pendant trois jours à température ambiante. Du pentachlorophénol (321 mg, 2,5 éq.) est ajouté et l'agitation du mélange réactionnel est poursuivie pendant 24 heures supplémentaires. Le support solide est alors filtré, rincé avec de la pyridine anhydre (2 × 50 ml) puis avec du dichlorométhane (2 × 50 ml) et de l'éther (2 × 50 ml).
Le support solide est ensuite traité par la pipéridine, puis par une solution d'anhydride acétique et de collidine dans le THF selon le protocole défini précédemment.
I-2) Détermination du taux de fonctionnalisation du support solide.
Cette détermination a été effectuée en utilisant le mode opératoire décrit précédemment. Le taux de fonctionnalisation du support solide a été évalué à 16,4 μmole de n-propanol par gramme de résine. I-3-) Synthèse automatisée des hexamères 4'-SrU6 2 et 4'-SrU6-3'n-prOH 3.
I-3-1) Synthèse automatisée de l'hexamère 4'-SrU6 2. La synthèse est effectuée sur une colonne contenant 39.4 mg de support solide fonctionnalise à 21 μmole/g de résine, soit 0.827 μmole ( 1 éq) de 4'-thiouridine. Chaque cycle d'élongation nécessite un excès de synthon phosphoramidite ( 16.75 μmole. 20.3 eq) soit 100.5 μmole au total en solution 0.1 M dans l'acétomtrile.La durée du cycle d'élongation définie dans le tableau 1 est de 21.46 minutes.
Le dosage des cations dimethoxytntyies libérés à chaque étape de détritylation a permis d'évaluer le rendement moyen d'incorporation d'une unité thioribonucléotidique à 98.3 %
I-3-2 ) Synthèse automatisée de l'hexamère 4'-SrU6-3'n-prOH 3.
La synthèse est effectuée sur une colonne contenant 36.2 mg de support solide fonctionnalisé à 16.4 μmole de n-propanol par gramme de résine soit 0.82 μmole ( 1 eq ) de n-propanol.
La synthèse totale de 4'-SrU6-3'n-prOH, 3 nécessite 95,9 mg de synthon phosphoramidite
( 1 14.8 μmole. 20 eq.) dissout dans 1.14 ml d'acétonitrile. La durée d'un cycle d elongation est de 21.46 minutes.
Le rendement moyen par couplage est de 98.3 %.
I-4) Décrochage, déprotection et purification de 4'SrU62 et 4'-SrU6-3'n-prOH 3.
Le traitement utilisant successivement du thiophénol de l'ammoniaque et une solution de TBAF. commun aux deux hexamères est décnt précédemment.
I-4-1) Analyse et Purification de l'hexamère 4'-SrU6 2.
L'analyse CLPH du thiooligomère a été éffectuée sur une colonne SFCC Nucleosy l C-18 N 125 2P 789 dans les conditions de gradient suivantes :
A: 10 % d'acétonitrile dans une solution aqueuse 0.05 M d'acétate de triéthylammonium B: 15 % d'acétonitrile dans une solution aqueuse 0.05 M d'acétate de triéthylammonium
Gradient:
Figure imgf000057_0001
Temps d'analyse : 30 minutes, débit : 1 ml / min. Dans ces conditions, l'hexamère 4'-SrU6, 2 présente une pureté spectrophotometrique a 260 nm de 95,3 %.
Une purification en CLPH préparative sur une coionne nucleosyl semi-préparative avec un débit de 2 ml / min et un éluant isocratique de 12 % d'acétonitrile dans une solution aqueuse d'acétate de triéthylammonium 0,05 M nous permet d'obtenir le 4'-SrU6, 2 avec une pureté spectroscopique de 97,7 %.
I-4-2) Analyse et purification de l'hexamère 4'-SrU6-3'n-prOH 3.
L'analyse est effectuée dans les mêmes conditions de colonne et de gradient que pour l'hexamère 4'-SrU6 .
Le 4'-SrU6-3'n-prOH, 3 a été obtenu avec une pureté spectroscopique à 260 nm de 51.6 % Cette pureté est portée à 92 % après purification par CLPH préparative effectuée dans un gradient de 10 % à 13 % d'acétonitrile dans une solution aqueuse d'acétate de triethylammonium 0.05 M en 15 minutes, suivi d'un pallier à 13 % d'acétonitrile dans une solution aqueuse d'acétate de triethylammonium 0.05 M pendant 10 minutes
Exemple II: Synthèse du dodécamère mixte : 4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P1 1 4
II-1) Synthèse du support solide. Le support solide utilisé pour cerie symhèse est identique à celui nécessaire a la synthèse du ßrS U12
II-2) Synthèse automatisée du 4'-SrU3-dT6-4'SrU3 / P114.
La synthèse du dodécamère est effectuée sur une colonne contenant 39.3 mg de support solide soit 0.819 μmole de 4'-thiouridine. Chaque cycle d'élongation nécessite un excès de synthons 4'-thiouridine phosphoramidite ( 16.75 μmoles. 20.3 éq) soit 100.5 umole de synthons 4'-thiouridine dissout dans 1.2 ml d'acétonitrile (0.083 M) et un excès de synthon desoxythymidine phosphoramidite (20 cq.. 16,38 μmole) soit 98.28 μmole de dT en solution 0.1 M dans l'acétonitrile. La durée d'un cycle d'incorporation d'une unité desoxythymidine est de 6.73 mn. alors qu'elle est de 21.43 mn pour un cycle d'incorporation du synthon 4'- thioribouridine.
Le dosage des cations diméthoxytntyles libérés à chaque étape de detntylation a permis d'évaluer le rendement moyen d'incorporation à 98,0 %.
II-3) Décrochagcdéprotection et purification du 4'-SrU3-dT6-4'SrU3 / P11 4. Les étapes de décrochage de l'oligomère du support solide et de déprotection des liaisons internucléotidiques phosphotriester au thiophenol sont identiques à celles décrites dans l'exemple I. II-3-1) Analyse et Purification du 4 'SrU3-dT6-4'-SrU3 P11 4 par CLPH.
L'analyse CLPH de l'oligomère 4 a été effectuée sur une colonne SFCC Nucléosyl C 18 N 125
2P789 dans un gradient à 10 % à 15 % d'acetomtrile dans une solution aqueuse d'acétate de triéthylammonium 0.05 M pendant 20 minutes (débit : 1 ml /min. temps d'analyse . 30 min) Dans ces conditions, le dodécamère mixte présente une pureté specnOphotometnque a 260 nm de 92.5 %.
Une purification par CLPH semi-préparative sur une colonne Nucléosyl avec un débit de 2 ml/ min dans le même gradient augmente la pureté spectrophotomètrique de la séquence mixte 4'-SrU3-dT6-4'SrU3 / P11 4 à 99,5 %.
EXEMPLE III- Synthèse automatisée du 4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P3PS5P3 5. III-1) Synthèse du support solide.
Le support solide utilisé est le même que celui décrit dans l'exemple I.
III-2) Synthèse automatisée du 4'-SrU3-dT6-4'SrU3 / P3PS5P3 5.
La syntiièse du dodécamère est effectuée sur une colonne contenant 39.5 mg de support fonctionnalisé soit 0,831 μmole ( 1 eq) de 4'-thiouridine. Chaque cycle d'élongation nécessite un excès de synthon 4'-thioundine phosphoroamidite (16.75 μmole. 20.3 eq. ) soit 100.5 μmole de 4' Sr-U au total et un excès de 20 eq. ( 16.38 μmole) de synthon désoxythymidine soit 98.28 μmole pour la synthèse entière.
La durée d'un cycle d'incorporation d'une désoxythymidine est de 7.7 minutes contre 21.43 minutes pour l'incorporation d'un 4'-thioundine. Le dosage dès cations dimethoxytntyles libérés indique un rendement moyen d'incorporation des synthons de 98.7 %.
III-3) Décrochage, déprotection et purification du 4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P3PS5P3 5.
Le traitement de cet oligomère est identique à celui défini dans l'exemple I. L'analyse et la purification CLHP, réalisée sur une colonne SFCC Nucléosyl C18 N 125 2P789 dans un gradient de 10 % à 20 % d'acetonitrile dans une solution aqueuse d'acétate de méthylammonium 0.05 M pendant 20 mmutes (débit : 1 ml /min. temps d'analyse 30 min). montre une pureté spectrophotometrique à 260 nm de 85 %. La purification par CLPH semi-preparative sur une colonne Nucléosyl semi-preparative avec un débit de 2 ml / min dans des conditions isocrariques à 19 % d'acetomtrile dans une solution aqueuse d'acéute de triéthylammonium 0,05 M augmente la pureté de l'oligomèr99 ] %.
Exemple IV : Synthèse du dodécamère anti"tat" :
4'-Sr-(A-C-A-C-C-C-A-A-L-U-C-U) 1.
IV- 1) Synthèse du support solide.
Le support solide utilisé pour cerie synthèse automatisée est identique, à celui décrit dans l'exemple 1.
IV-2) Synthèse automatisée du dodécamère anti"tat":
4'-Sr-(A-C-A-C-C-C-A-A-U-U-C-U) 1.
La synthèse de cet hétérododécamère complémentaire du site accepteur d'epissage du gène tat du V1H est effectuée sur une colonne contenant 38.5 mg de support solide fonctionnalise sou sur 0.808 μmole de 4'-thioundine ( 1 eq.). Chaque cycle d'élongation utilise un excès de
25.24 eq (20,4 μmole) en synthon 4'-thioadénosine phosphoroamidite. 13.5 eq ( 10.97 μmole) en synthon 4'-thiocytidineet 30 eq. (24.25 μmole) en synmon 4'-thiouridine
La durée d'un cycle d'incorporation est de 20.71 minutes et le dosage des cations diméthoxytrityles indique un rendement moyen d'incorporation des synthons phosphoramidites de 93,6 %.
IV-3) Décrochage, déprotection et purification du 4'-Sr-(A-C-A-C-C-C-A-A-U-L-C-L) 1.
Le support solide portant le dodécamère 4'-Sr-(A-C-A-C-C-C-A-A-L'-U-C-U ), 1 est traite par 5 ml d'une solution de thiophenol / triéthylamine / dioxane (1/2/1) pendant une demi heure à température ambiante. La solution de thiophénol est alors filtrée et le support solide est lave avec 3 × 3 ml de métbanol. puis par une solution d'ammoniaque 32 % dans l'ethanol 95
(3/1 : v/v) (3 × 500 μl) afin de décrocher l'oligomère de son support. La solution obtenue est mise à incuber dans une etuve sèche therinostatée à 55 °C pendant 5 heures afin de déprotéger les groupements protecteurs des bases hétéτocycliques. Elle est ensuite évaporée. reprise dans 500 μl d'eau et lyophilisée. L'oligomère lyophilisé est alors dissout dans 300 μl d'une solution de TBAF ( 1.1 M) dans le THF. Le mélange réactionnel est laisse à température ambiante pendant 24 heures. La réaction est alors stoppée avec 300 ul d'une solution aqueuse d'acétate d'ammonium 0.05 M. La solution est évaporée à sec. co-e vaporee avec 3 portions de 500 μl d'eau et la résidu est dessalé sur une colonne de gel d exclusion DEAE Sephadex G-25. Les fractions contenant le 4'-thiooligomère sont rassemblées, évaporées à sec. redissoutes dans 1.2 ml d'eau et filtré sur filtre millipore avant d'être analysée par CLPH, IV-4) Analyse et purification du 4 -Sr-(A-C-A-C-C-C-A-A-U-U-C-U) 1.
L'analyse CLPH analytique du dodécamère 1 a été effectuée sur une colonne SFCC Nucléosyl C18 N125 2P789 dans un gradient de 10% à 15 % d'acétonitrile dans une solution aqueuse d'acétate de triéthylammomum 0,05 M avec un débit de 1 ml / min et un temps d'analyse de 30 minutes. Le chromatogramme indique une pureté spectrophotométrique à 260 nm de 44,9 %. Une purification par CLPH semi-préparative sur une colonne Nucléosyl C18 semi-préparative en utilisant le même gradient avec un débit de 2 ml / min et un temps d'analyse de 30 minutes amène la pureté spectroscopique du 4'-Sr-(A-C-A-C-C-C-A-A-U-U-C-U), 1 à 100 %.
IV . PROPRIETE D'HYBRIDATION DES β-4'-THIO-OLIGONUCLEOTIDES.
La spectrophotométrie U. V. permet d'étudier les acides nucléiques et de mettre en évidence la formation de duplex, la température de fusion étant une des caractéristiques d'un duplex L'empilement et l'appartement des bases des acides nucléiques sont accompagnes d'une diminution de l'absorbtion U. V. (Hypochromicité). Ainsi par spectrophotomeme U. V . il est possible de contrôler la formation ou la dissociation d'un duplex. (W SAΝGER. Principles of Nucleic Acid Structure. Springer-Verlag,.Νew-York, 1984. pp 141-149) Lorsque la température d'une solution contenant une double hélice (ADN ou ARN ) est lentement augmentée, l'absorbtion U. V. croit nettement tout au long de la dissociation. Le pomt d'inflexion de la courbe d'allure sygmoïdale de la variation d'absorbance en fonction de la température est appelée température de fusion ou Tm et correspond à la co-existence de brins séparés et de brins apparies dans un rapport 50 / 50.
L'analyse des courbes de fusion des duplex ß-4'-thiooligoribonucleonde / ß- oligodésoxyribonucléotide et ß-4'-thiooligoribonucléotide / ß-oligoribonucleonde permettra de définir la stabilité thermique de tels duplex par la mesure de la température de fusion. Ces expériences d'hybridation sont menées en respectant une stoechiométrie 1 / 1 entre les deux brins complémentaires, en présence d'un tampon 1 M ΝaCl. 10 mM cacodylate de sodium, Une forte concentration en ΝaCl favorise en effet les appariements en solvatarit les charges négatives autour des atomes de phosphore des deux oligonuciéotide Nous avons donc effectué ces expériences d'hybridation dans un autre tampon : 0.1 M NaCl . 10 mM cacodylate de sodium, IV. 1. RESULTATS ET DISCUSSION
Exemples I et II : Expériences de fusion des duplex ßSrU12 /polyrA et ßrU12 / polyrA.
Ces experiences permerient de mettre en évidence l'influence de l'atome de soufre en position 4' du dodécamère modifie sur la stabilité thermique du duplex en comparant les Tm obtenus avec ceux du duplex naturel
Le tableau 4 résume les températures de fusion obtenues dans les deux experiences
Figure imgf000062_0001
L'analyse de ces résultats montrent que le duplex βSrU12 / polyrA présente une bonne stabilité thermique représentée par le Tm de 46°C obtenu a une concentration de 1 M en NaCl
Exemples III et IV : Expériences de fusion des duplex ßSrU12 / ßdC2A12C2 et ßrU12 / ßdC2A12C2.
Les températures de fusion obtenues dans les deux experiences sont résumées dans le tableau 5.
Figure imgf000062_0002
Exemple IV : Expérience d'autohybridation de l'oligomère ßSrU12
Afin de verifier les resuluts précédents, il est nécessaire de s'assurer que le dodécamère ßSrU12 ne conduit a aucune autohybridaoon. Pour cela, on a effectue une expenence d'auto-hybridation du dodécamère ßSrU12 a deux concentrations en NaCl ( 1 M et 0 1 M ) Les courbes d'hybridation ne présentent pas l'allure sigmoidale caracterisnque mais obéissent à l'equation A = k-T ou A est l'absorbance à 260 nm, T la température ci k une constante. Aucun point d'inflexion ne peut être visualisé sur-une telle droite Nous pouvons donc conclure que le dodécamère ßSrU 12 ne s'auto-apparie pas. La comparaison des températures de fusion des duplex ßSrU12 / ßdC2A12C2 (Tableau 5) et ßSrU12 / polyrA (Tableau 4) montre une stabilité thermique de l'homoduplex ARN7ARN (Tm = 46° C) nettement supérieure à celle de l'hétéroduplex ARN/ADN (Tm = 27° c) d'autre part, aucune auto-hybridation de ßSrU12 n'a été constatée.
Exemple VI et VII: Expérience de fusion des duplex ßdT5(SrT)dT6 / ßdC2A12C2 et ßdT12 / ßdC 2A12C2
Cette expérience permet d'évaluer la subilité thermique du duplex ßdT5(SrT)dT6
/ ßdC2A 12C2 comparativement à celle du duplex naturel ßdT12 / ßdC2A 12C2.
(Figure 1). Les températures de fusion de ces duplex sont indiquées dans le tableau 6.
Figure imgf000063_0001
Au vu de ces resuluts, il apparait que la subilité thermique du duplex modifié est inférieure à celle du duplex naturel. Cependant la différence de 5°C existante entre les deux températures de fusion est trop faible pour conclure à un mésappariement. En effet certains auteurs (Y.KAWASE, S.IWAL H,INOUE, K.MIURA et E.OKTSUKA. Nucleic Acid Research, 1986, 14, 7727) ont montré que l'existence d'un seul mésappariement dans un duplex de 13 unités nucléotidiques se traduisait par une diminution de Tm supérieure à 10°C.
On peut donc conclure que l'unité 4'-thio-nucléotidique s'apparie bien avec la 2'- désoxyadénosine mais avec une affinité inférieure à celle de la 2'-désoxythymidine comme le confirme la différence de Tm de 5° C obtenue (Tableau 6).
IV. 2. PARTIE EXPERIMENTALE
Méthode Générale pour les expériences d'hybridation A - Dosage des oligomères complémentaires Afin de réaliser l'expérience d'hybridation. il est nécessaire de connaitre la concentration en chaque oligomère pour respecter la stoechiométrie 1 : 1 entre les deux brins complémentaires. Selon la loi de BEER-LAMBERT A = εlc. les absorbances de oligomères ont été mesurées à 80°C afin d'éliminer le phénomène d'empilement des bases créant une perturbation de l'hyperchromicité due à l'existence de structures ternaires On peut donc connaître les coefficients d'extinction moléculaire des dodécameres a 80ºC selon la relation ε 265(SrU12) = 12ε 265(rU) B - Conditions d'hybridation.
Les expériences d'hybridaαon sont effectuées avec un spectrophotometre UVIKON 810 (KONTRON). couplé a un microordmateur IBM compatible. La température est contrôlée par un programateur de température HUBER PD 415 connecté à un bam thermostate (HUMER MINISTAT). Les cuves U .V. sont en quartz de 1 cm de long et une circulation continuelle d'azote est utilisée pour les températures inférieures a 20ºC Avant l'expérience. 3 μM (Exemples I à V) ou 10 μM (Exemples VI et V II) d'oligomeres complémentaires sont mis en présence dans une quantité suffisante pour 1000 ul de tampon 1 M ΝaCl et 10 mM cacodylate de sodium, ajusté à pH 7 (Exemples I a V II) Ce mélange est chauffé à 80°C pendant 1 heure, puis refroidit jusqu'à - 20°C selon une pente de température de 0.5°C par minute. Les valeurs d'absorbance et de température sont collectées toutes les 30 secondes.
La même expérience est effectuée en utilisant une quantité suffisante pour 1000 ul de tampon d'hybridation 0.1 M ΝaCl. 10 mM cacodylate de sodium ajuste a pH - afin d'évaluer la subilité thermique du duplex dans ce tampon favorisant moins les appariements
Exemple I : Subilité thermique du duplex ßSrU12 / polyrA
I-1 Dosage des oligomères
Concentration de ßSrU 12 = 0.351mM
Concentration de polyrA = 4.61 mM
I-2 Conditions d'hybridation
3 μM (8.55 μl) de ßSrU12 et 3 μ.M (7.79 μl) de polyrA sont mis en présence de 983.6 ul des tampons dtiybndation ( 1 M ΝaCl. 10 mM cacodylate de sodium ou 0.1 M ΝaCl. 10 m,M cacodylate de sodium)
Exemple II : Subilité thermique du duplex ßrU12 / polyrA en cours
Exemple III : Subilité thermique du duplex ßSrU12 / ßdC2A12C2
III-1 Dosage des oligomères
Concentration de ßSrU12 = 0.351 mM
Concentration de ßdC2A12C2 = 0.369 mM
III-2 Conditions d'hybridation
3 μM (8.55 μl) de ßSrU 12 et 3 μM (8.1 1 μl) de ßdC2A12C2 sont mis en présence de 983.3 μl des tampons d'hybridation ( 1 M NaCl. 10 mM cacodylate de sodium ou 0.1 M NaCl. 10 mM cacodylate de sodium)
Exemple IV: Subilité thermique du duplex ßrU12 / ßdC2A12C2 (en cours)
IV- 1 Dosage des oligomères
Concentration de ßrU 12 =
Concentration de ßdC2A12C2 = 0.369 mM
III-2 Conditions d'hybridation
3 uM ( μl) de ßrU12 et 3 μM (8.1 1 μl) de ßdC2A12C2 sont mis en présence de ul des tampons d'hybridation ( 1 M NaCl. 10 mM cacodylate de sodium ou 0.1 M NaCl. 10 mM cacodylate de sodium)
Exemple V: Expérience d'autohybridation de I' oligomère ßSrLχ2
V-1 Dosage des oligomères
Concentration de ßSrU12 = 0.351 mM
V-2 Conditions d'hybridation
6 μ.M ( 17, 10 μl) de ßSrU12 sont mis en présence de 986.9 μl des tampons d'hybridation ( 1 M NaCl. 10 mM cacodylate de sodium ou 0.1 M NaCl, 10 mM cacodylate de sodium)
Exemple VI: Subilité thermique du duplex ßdT5(SrT)dT6/ ßdC2A12C2
VI- 1 Dosage des oligomères
Concentration de ßdT5(SrT)dT6 = 1.33 mM
Concentration de ßdC2A12C2 = 0.369 mM
VI-2 Conditions-d'hybridation 10u.M (7.49μl) de ßdT5(SrT)dT6 et 10 μM (22.5 μl) de ßdC2A12C2 sont mis en présence de 970 μl de tampon d'hybridation 1M NaCl, 10 mM cacodylate de sodium
Exemple VII: Stabilité thermique du duplex ßdT12 / ßdC2A12C2 VII-1 Dosage des oligomères
Concentration de ßdT12= 1.196 mM
Concentration de ßdC2A12C2 = 0.369 mM VII- 2 Conditions d'hybridation
10 μ.M (8.36 μl) de ßdT]2 et 10 μM (22.5 μl) de ßdC2A12C2 sont mis en présence de 969 1 ul de tampon d'hybridation 1 M NaCl. 10 mM cacodylate de sodium,
V. PROPRIETES D'HYBRIDATION DES 4'-S-ARN ET OLIGOMERES MIXTES. Les expériences d'hybridation sont menées en respectant la stoechiometrie 1/1 entre les deux brins complémentaires en présence d'un tampon 1 M NaCl. 10 mM cacodylate de sodium Une forte concentration en NaCl favorise en effet les appariements en solvatant les charges négatives autour des atomes de phosphore des deux oligonucléotides. Nous avons effectue ces expériences d'hybridation dans un autre tampon 0.1 M NaCl, 10 mM cacodylate de sodium,
V-l-RESULTATS ET DISCUSSION.
Les expériences de fusion des duplex :
[4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P11] / polyrA, [4 / polyrA]
[4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P11] / d(C2A12C2), [4 / d(C2A12C2)]
[4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P3PS5P3] /polyrA [5 / polyrA]
[4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P3PS5P3] / d(C2A12C2), [5 / d(C2A12C2)]
sont effectuées à deux concentrations en NaCl et permettent d'évaluer l'influence des liaisons phosphorothioates sur la stabilité d'hybridation comparativement aux oligonucléotides avec des liaisons phosphodiester normales (tableau7 ).
FEUILLE DE REMPLACEMENT
Figure imgf000067_0001
Le dodécamère mixte 5 présentant à la fois des liaisons intemucléotidiques de type phosphodiester et phosphorothioate (P3PS5P3) induit une diminution de la valeur du Tm d'environ 2°C par lien phosphorothioate. Par contre, l'oligomère 4 présente des valeurs de Tm qui sont équivalentes à celles obtenues pour le dodécamère ßrSU12 avec les deux séquences complémentaires poly rA et d(C2A12C2). Ces résultats (tableau7 ) indiquent que les oligomères de séquence mixte 4 et 5 présentent une bonne subilité thermique avec des séquences d'ARN complémentaires.
PARTIE EXPERIMENTALE.
Méthode Générale pour les expériences d'hybridation
A - Dosage des oligomères complémentatres.
Afin de réaliser l'expérience d'hybridation, il est nécessaire de connaître la concentration de chaque oligomère pour respecter la stoechiométne 1 : 1 entre les deux brins complémentaires Selon la loi de BEER-LAMBERT A = εlc. les absorbances des oligomères ont ete mesurées à 80°C afin d'éliminer le phénomène d'empilement des bases créant une perturbation de ITiyperchromicité due à l'existence de structures tertiaires. On peut donc connaître les coefficients d'extinction moléculaire des dodécameres à 80°C selon une relation semblable a ε265(SrU12)~ 12 ε265(SrU).
B - Conditions d'hybridation.
Les expériences d'hybridation sont effectuées avec un spectrophoto-nètre UVIKON 810 (KONTRON), couplé à un microordinateur IBM compatible. La température est contrôlee par un programmateur de température HUBER PD 415 connecté à un bain thermosute (HUMER MINISTAT). Les cuves U.V. sont en quartz de 1 cm de long et une circulation continuelle d'azote est utilisée pour les températures mferieures a 20°C Avant 1 experience, 3 uM (Exemples I a IV) d'ohgomeres complémentaires sont mis en présence dans une quantité suffisante pour 1000 ul de tampon 1 M NaCl et 10 mM cacodylate de sodium ajuste a pH 7 (Exemples I a VII) Ce mélange est chauffe a 80°C pendant 1 heure, puis refroidit jusqu'à - 20°C selon une pente de température de 0.5°C par minute Les valeurs d'absorbance et de température sont collectées toutes les 30 secondes
La même experience est effectuée en utilisant une quantité suffisante pour 1000 ul de tampon d'hybridation 0,1 M NaCl, 10 mM cacodylate de sodium ajuste a pH 7 ( Exemple I et IV) afin d'évaluer la subthte thermique du duplex dans ce tampon favorisant moins les appariements
Exemple I : Subilité thermique du duplex (4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P 11] / polyrA, 4 / polyrA.
I-1 Dosage des oligomères
Concentration de 4 = 0,821 mM
Concentration de polyrA = 4.61 mM
I-2 Conditions d'hybridation
3 μM (3.65 μl) de 4 et 3 μM (7,79 μl) de polyrA sont mis en présence de 988 5 ul des tampons d'hybridation ( 1 M NaCL 10 mM cacodylate de sodium ou 0.1 M NaCl 10 mM cacodylate de sodium)
Exemple II : Subilité thermique du duplex 4'-SrU3-dT6-4'-SrL3 / P11 / dC2 A1 2C2, 4 / dC2A12C2 ll-1 Dosage des oligomères
Concentration de 4 = 0,821 mM
Concentration de dC2A12C2 = 0.369 mM
II-2 Conditions d'hybridation
3 μM (3.65 μl) de 4 et 3 μM (8.1 1 μl) de dC2A12C2 sont mis en présence de 988 2 ul des tampons d'hybndation ( 1 M NaCl, 10 mM cacodylate de sodium ou 0.1 M NaCl, 10 mM cacodylate de sodium)
Exemple III: Subilité thermique du duplex [4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P3PS5P3] / polyrA, 5 / polyrA III- 1 Dosage des oligomères
Concentration de 5 = 0.40 mM.
Concentration de polyrA= 4.61 mM. III-2 Conditions d'hybridation
3 μM (7.5 μl) de 5 et 3 μM (7.79 μl) de polyrA sont mis en présence de 984.7 μl des tampons d'hybridation ( 1 M NaCl. 10 mM cacodylate de sodium ou 0.1 M NaCl. 10 mM cacodylate de sodium)
Exemple IV: Subilité thermique du duplex
[4'-SrU3-dT6-4'-SrU3 / P3PS5P3] / dC2A12C2, 5 / polyrA
IV-1 Dosage des oligomères
Concentration de 5 = 0,40 mM
Concentration de dC2A12C2 = 0.369 mM
IV-2 Conditions d'hybridation
3 μM (7.5 μl) de 5 et 3 μM (8, 1 1 μl) de dC2A12C2 sont mis en présence de 984.4 μl des tampons d'hybridation ( 1 M NaCl. 10 mM cacodylate de sodium ou 0.1 M NaCl. 10 mM cacodylate de sodium).
VI. ETUDES ENZYMATIQUES
La reconnaissance des acides nucléiques par des enzymes est en majeure partie d'ordre structural. Le remplacement de l'hétéroatome naturel du sucre d'un oligonucléonde confère a celui-ci une forte résistance à la dégradation par les nucleases.
L'étude de l'hydrolyse des 4'-thio-oligoribonucléotides ß par ces nucleases permet de confirmer que le remplacement de l'oxygène intracyclique par un atome de soufre confère bien une meilleure stabilité enzymanque.
Exemple I: Etude de la dégradation enzymatique du dodécamère ß(SrT)dT1 1 par la phosphodiestérase de rate de veau.
La phosphodiestérase de rate de veau, est une exonucléase qui dégrade les oligomères à partir de leurs extrémités 5' libre libérant ainsi des nucléotides 3' phosphate.
Cette étude nous permettra d'évaluer la résistance à la dégradation enzymatique induite par la présence en position 5' d'une unité 4'-thionucléotidique dans l'oligomère ß(SrT)dT 1 1 comparativement à la dégradàtion enzymanque de l'homologue naturel oxygéné ßdT 12 La subilité comparative des deux dodécameres ßdT 12 et ß(SrT)dT1 1 envers l'hydrolyse par la phosphodiestérase de rate de veau est présentée dans le tableau 8. La différence de comportement entre les deux dodécameres est importante, en effet seulement 23% de l'oϋgomère ß(SrT)dTn a été hydrolyse en 25 minutes alors que dans le même laps de temps le 12-mer ßdT 12 a été dégradé à 93% .
Figure imgf000070_0001
Cinétique de dégradation de ßdT12 et ß(SrT)dT1 1 par la phosphodiestérase de rate de veau
L'évolution au cours du temps de la dégradation enzymatique des deux dodécameres a et suivie par CLHP. Nous avons pu tracer la courbe de digestion enzymatique de ß(SrT.dT ι \ en fonction du temps : A = A0 e-kt (Figure 2. A) où:
- A0 est l'aixe initiale du 12-mèr
- A est l'aire du 12-mer à l'instant t
- t est le temps
- k est la constante de vitesse de premier ordre de la dégradation
Cette courbe (Figure 2) nous permet de calculer, en utihsant le logiciel de régressio curviligne EUREKA, k = 0.016min- 1 et le temps de demi-vie du dodécamère t1 /2 = In 2. k =
43 min
De la même façon, la courbe de digestion enzymatique de ßdT 12≈n fonction du temps A A0 e-kt a pu être tracée. (Figure 2). On consute que la cinétique de dégradation de ßdT 12 est beaucoup plus rapide que celle de ß(SrT)dT1 1; en effet le temps de demi-vie s'établit à 1 minute pour le dodécamère naturel.
La cinétique de dégradation enzymatique de l'oligomère modifié ß(SrT)dT11 par l'extrémité 5' présente un temps de demi-vie nettement supérieur à celui de la dégradation du ßSrU12. Ces resuluts montrent que l'introduction d'une unité thioribonucléotidique à l'extrémité 5' d'un oligomère subilise ce dernier vis à vis de la phosphodiestérase de rate de veau.
Une solution d'oligonucléotide (20 μl, 3 unités d'absorbance à 260 nm) est diluée dans un tampon Acéute d'ammonium 0.125 M (pH 7,0), d'EDTA 2,5mM et de Tween 80 0 0625% (80 μL). On ajoute une solution commerciale de phosphodiestérase de rate de veau ( 2 μl. concentration finale 0.008 unité/ml) et le mélange est incubé à 37°C A des temps déterminés, des fractions aliquotes sont prélevées (5 μl), chauffées à 100ºC pendant une minute et analysées par CLHP.
Conditions d'analyse CLHP.
Les analyses ont été effectuées sur une colonne PVDI ( Polyvinylimidazole SFCC-Shandon) protégée par une précolonne et un préfiltre. L'élution est réalisée selon un gradient linéaire en 20 minutes de 0.1 M a 0.4 M KCl dans 20 mM KH2PO4 à pH 6 contenant 20% d'acétonitrile. Le débit était fixé à 1 ml/min et la détection U.V. à 260 nm,
EXEMPLE II : Etude des activités de type substrat des hexamères 4'-SrU6, 4'-SrU6-3'n-prOH comparativement aux caractères substrats des hexamères βrU6 et αrU6 vis-à-vis de différentes nucleases purifiées.
Quatre nucleases typiques ont été utilisées :
- L'endonucléase S1, spécifique du simple brin d'ADN hydrolyse les liaisons phosphodiesters de façon aléatoire.
- La phosphodiestérase de rate de veau (CSP) est une 5'-exonucléase qui dégrade les oligonucléotides à partir de leur extrémité 5' et libère des nucléotides 3'-phosphates.
- La phosphodiestérase de venin de serpent (VSP) est une 3'-exonucléase-3' qui libère des nucléotides 5'-phosphate après avoir dégradé l'oligomère par son extrémité 3'
- La ribonucléase A dégrade un oligorihonucléotide après les résidus pyrimidiques
Ces quatre enzymes ont été obtenus auprès de Boehringer Mannheim,
De façon générale, une unité de densité optique à 260 nm de chaque hexamère est mis en présence d'une certaine concentration d'enzyme considérée puis est diluée en quantité suffisante pour 1000μl de tampon de digestion enzymatique.
Différents tampons de digestion ont été utilisés en fonction de la nature de l'enzvme (Tableau9 ).
Figure imgf000071_0001
L'échantillon mère est divisé en 10 fractions de 100 μl avant d'être congelé à -18°C
Une fraction aliquote de 100 μl est prélevée et incubée à l'étuve sèche thermostatee a 37°C pendant un temps t puis est analysée par CLHP analytique. L'étude de l'aire du signal correspondant à l'hexamère permet de mesurer une cinétique de dégradation dont le temps de demi-vie est calculé (Tableau 10) .
Figure imgf000072_0001
L'hexamère 4'-SrU6, 2 présente une grande résistance enzymatique comparée à celle du ß rU6 vis à vis de quatre nucleases (CSP. S1, RNase-A et VSP).
La résistance à la 3'-exonucléase est fortement augmentée par l'introduction d'une liaison phosphodiester propanol sur l'extrémité 3' du 4'-SrU6 3'n-prOH, 3.
CONCLUSION.
Les études ont montré que : a) les 4'-thio-oligoribonucléotides homogènes ou mixtes, se lient avec une bonne stabilité thermodynamique avec un ARN complémentaire. b) la substitution de l'oxygène cyclique par un atome de soufre induit une forte résistance a la dégradation enzymatique ( cf. la comparaison des temps de demie-vie de ß-rUό et ß-S- rU6 )
L'ensemble de ces données implique que les 4'-thio-oligoribonucléoodes peuvent être considérés comme agents antisens sous forme de séquences homogènes ou inclus dans des oligomères mixtes. De plus, la présence de la fonction hydroxyle en 2' permet d'envisager leur utilisation comme ribozymes artificiels que ce soit sous forme de séquences homogènes ou mixtes associées à des oligonucléotides de type divers ADN ou ARN modifies ou non au niveau de l'enchainement phosphate.

Claims

REVENDICATIONS
1. Composés chimiques constitués par un ohgo-4'-thio-2'désoxyribonucléotide ou un oligo 4'-thioribonucléoride, caractérisés en ce qu'ils comportent un enchaînement de 4'-thio-2'désoxyribonucIeotides ou 4'-thioribonucléotides respectivement, enchaînement pouvant être facultativement lié à un agent effecteur, notamment un radical correspondant à un agent d'intercalation ou un radical chimique ou photoactivable, tel qu'un radical porteur d'une fonction réagissant directement ou indirectement avec les chaînes de nucléotides ou un radical dont la présence permet une détection facile et sensible.
2. Composés chimiques selon la revendication 1 constitués par un oligo 4'-thioribonucléotide ou un oligo 4'-thio-2'-désoxyribonucléotide, caractérisés en ce qu'ils comportent un enchaînement de 4-thioribonucleotides ou 4-thio-2'-déoxyribonucléotides respectivement non lié à un radical effecteur.
3. Composés selon la revendication 1 ou 2 caractérisés en ce qu'ils ont pour formule :
Figure imgf000073_0001
dans laquelle :
les radicaux ß peuvent être identiques ou différents et représentent chacun une base d'un acide nucléique éventuellement modifiée, âctivable et/ou comportant un groupement intercalant et rattachée au cycle glycosidique selon une configuration anomérique alpha non naturelle ; les radicaux X peuvent être identiques ou différents et représentent chacun un oxoanion O - , un thioanion S - , un groupe alkyle, un groupe aicoxy, un groupe thioalkyle, un radical alkyle ou alcoxy substitué par un hétérocycle azoté ou un groupement -Y-Z ;
R et R', qui peuvent être identiques ou différents, représentent chacun un atome d'hydrogène ou un groupement -Y-Z ou Y'-Z' ;
Y et Y' identiques ou différents représentent chacun un radical alcoylène droit ou ramifié -alk- ou un radical choisi parmi
Figure imgf000074_0001
Figure imgf000074_0002
avec U = O, S ou N E peut avoir les mêmes significations que X excepté Y-Z ou
Y'-Z' ;
J représente un atome d'hydrogène ou un groupe hydroxy ; Z et Z', identiques ou différents, représentent chacun CH ou un radical correspondant à un agent effecteur, notamment un radical correspondant à un agent d'intercalation ou un radical porteur d'une fonction qui réagit directement ou indirectement avec les chaînes de nucléotides ou un radical dont la présence permet une détection facile et sensible.
n est un nombre entier y compris 0 ;
L représente un atome d'oxygène, un atome de soufre ou un groupe -NH-.
4. Composés selon la revendication 3, caractérisés en ce que Y et Y' représentent un radical choisi parmi
Figure imgf000075_0001
avec U = O, 5 ou N et n' est un nombre entier notamment de 1 à 10.
5. Composés selon la revendication 3 caractérisés en ce que L représente l'oxygène, R et R' représentent un atome d'hydrogène et ß représente une base nucléique naturelle.
6. Composés selon l'une des revendications 3 à 5, caractérisés en ce que l'agent d'intercalation Z ou Z' est choisi parmi les composés polycychques ayant une configuration plane.
7. Composés selon la revendication 6 caractérisés en ce que l'agent d'intercalation Z ou Z' est choisi parmi l'acridine et ses dérivés, la furocoumarine et ses dérivés, la daunomycine et les autres dérivés de l'anthracycline, la 1,10-phénanthroiine, la phénanthridine et ses dérivés, la proflavme, les porphyrines, les dérivés du dipyrido [1,2-a:3'-d] imidazole, l'ellipticine ou l'ellipticinium et leurs dérivés et le diazapyrène et des dérivés.
8. Composés selon l'une des revendications 3 à 5, caractérisés en ce que les groupes chimiques réactifs Z ou Z' sont choisis parmi l'acide éthylène-diamine-tétraacétique, l'acide diéthylènetriaminepentaacétique, les porphyrines, la 1,10-phénanthroline, l'azido-4 acetophenone, l'éthylèneimine, la bêta-chloroéthy lamine, le psoralène et leurs dérivés.
9. Composés selon l'une des revendications 3 à 8, caractérisés en ce que le radical B est un radical correspondant à la thymine, l'adenine; la 2-aminoadénine et ses dérivés substitués, la cytosine, la guanine et ses dérivés substitués, l'uracile, le bromo-5 uracile, l'azido-8 adénine, la 7-déazaadénine, la 7-déazaguanine, la 4-azido-cytosine, la 4-azido-thymine et les dérivés de ces bases comportant un groupement intercalant et/ou un groupement chimiquement ou photochimiquement activable.
10. Composés selon l'une des revendications 1 à 9, caractérisés en ce qu'il s'agit de composés oligothioribonucléotides de formule 1 pour lesquels J = OH,
1 1. Composés oligomères mixtes caractérisés en ce que ils sont constitués par des composés selon l'une des revendications 1 à 10 liés à des oligonucléotides de type ADN ou ARN modifiés ou non au niveau de l'enchaînement phosphate et dans lesquels l'hétéroatome intracyclique du cycle furannose des nucléotides est l'oxygène.
12. Composés oiigomères mixtes caractérisés en ce que ils sont constitués par un composé selon l'une des revendications 1 à 10, notamment de formule (I), comprenant, à une ou à chacune de ses extrémités, une séquence oligonucleotidique de type ADN ou ARN modifiée ou non au niveau de l'enchaînement phosphate, dans lequel l'hétéroatome du cycle furannose des nucléotides est l'oxygène.
13. Composés oiigomères mixtes selon la revendication 1 2 caractérisés en ce que ils sont constitués par un composé oligothioribonucléotidique selon l'une des revendications 1 à 10, comprenant une séquence de type ADN modifiée ou non au niveau de l'enchaînement phosphate dans les nucléotides de laquelle l'hétéroatome du cycle furannose des nucléotides est l'oxygène.
14. Composé oligomère mixte selon la revendication 13. caractérisé en ce que la dite séquence d'ADN, dans laquelle l'hétéroatome du cycle furannose est l'oxygène, est encadré par deux séquences du type thioribonucléotidique.
15. Procédé de préparation de composés selon l'une des revendications 1 à 13, caractérisé en ce qu'on applique des synthèses au phosphodiester, phosphotriester, phosphoramidite ou hydrogénophosphonate en utilisant des 4thionucieosides pour des séquences oligothionucieotidiques et en ce que l'on prépare les dérivés totalement protégés et que l'on élimine les groupements protecteurs.
16. Procédé de synthèse des composés sans agent ef fecteur selon l'une des revendications 2 à 1 3, caractérisé en ce que, pour préparer les séquences oligothionucieotidiques, on réalise une synthèse supportée selon la méthode au phospohoroamidite comportant - une protection en 3' et 5' des 4'thionucléotides ou oligo-4'thionucléotides de départ avec par exemple du diméthoxytrityl en 5' et du dnsopropylaminophosphoramidite de méthyle en 3',
- la fonctionnalisation d'un support solide incorporant un dérivé 4'thionucléosidique par un lien par exemple succinyle entre le groupement hydroxyle-3' du dérivé 4'thionucléosidique et un groupement amino du support solide,
- l'élongation de la chaîne oiigothionucléotidique dans un réacteur synthétiseur,
- enfin le décrochage, la déprotection et la purification de l'oligothionucleotide prolongé.
17. Procédé de synthèse de composés incorporant un agent effecteur selon l'une des revendications 3 à 10, caractérisé en ce que l'on part d'un oligothionucieotide sans agent effecteur, ou ohgomère mixte en comprenant, protégé en 5', dont on fait réagir la terminaison OH 3' avec une fonction non protégée d'un bras difonctionnel dont la deuxième fonction est protégée et après déprotection du produit résultant, on lie ledit produit à l'agent effecteur par la deuxième fonction libre du bras difonctionnel.
18. Application des composés selon l'une des revendications 1 à 13, caractérisée en ce que lesdits composés sont utilisés à titre de sondes d'hybridation ou comme composants de purification pour des séquences déterminées d'ADN ou d'ARN en simple brin ou en double hélice dans un but diagnostique ou pronostique.
19. Application des composés selon l'une des revendications 1 à 13, caractérisée en ce que les composés sont utilisés pour détecter des mutations au niveau d'un ADN ou d'un ARN.
20. Application des composés selon l'une des revendications 1 à 13, caractérisée en ce que ces composés sont utilisés pour réaliser le blocage spécifique de gènes cellulaires ou d'agents pathogènes préalablement choisis, tels que des virus, bactéries ou des parasites.
21. Application d'un dérivé selon l'une des revendications 1 a 13 pour bloquer sélectivement l'expression d'un gène soit par hybridation. soit par coupure sélective, soit par modification chimique du gène ou de son ARN messager d'origine cellulaire, virale, bactérienne ou parasitaire.
22. Application d'un dérivé selon l'une des revendications 1 à 1 3 pour bloquer sélectivement l'expression d'un ARN viral soit par hybridation, soit par coupure, soit par modification chimique de l'ARN viral ou de sont ARN messager.
23. Application des composés selon l'une des revendications 1 à 13, caractérisée en ce qu'ils sont utilisables à titre de nucleases artificielles spécifiques rde séquences ou ribozyme artificielle.
24. A titre de médicaments, des composés selon l'une des revendications 1 à 13, utilisables comme antiviraux, antitumoraux, antibiotiques ou antiparasitaires ou dans toute pathologie où un gène est anormalement exprimé soit par mutation, soit par dérégulation.
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