DE69725149T2

DE69725149T2 - Biokompatible vorrichtungen mit schaumgerüst

Info

Publication number: DE69725149T2
Application number: DE69725149T
Authority: DE
Inventors: Rebecca Li; F. Tyrone HAZLETT
Original assignee: Neurotech SA France
Current assignee: Neurotech USA Inc
Priority date: 1996-08-01
Filing date: 1997-07-31
Publication date: 2004-06-03
Anticipated expiration: 2017-08-01
Also published as: AU723826B2; WO1998005304A1; DE69725149D1; US6054142A; ATE250435T1; EP0918509A4; US6231879B1; JP4212116B2; CA2258483A1; JP2000515551A; CA2258483C; AU3823697A; ES2208938T3; EP0918509A1; DK0918509T3; EP0918509B1

Description

TECHNISCHES GEBIET DER ERFINDUNG
Diese Erfindung betrifft biokompatible Vorrichtungen mit Schaumgerüsten und Verfahren zur Herstellung und Verwendung solcher Vorrichtungen.
HINTERGRUND DER ERFINDUNG
Diese Erfindung betrifft implantierbare Einkapselungsvorrichtungen zur Behandlung von Erkrankungen und Störungen mit eingekapselten Zellen oder Substanzen, wie z. B. Neurotransmittern, Neuromodulatoren, Hormonen, Nahrungsfaktoren, Wachstumsfaktoren, Analgetika, Enzymen, Antikörpern oder anderen biologisch aktiven Molekülen. Insbesondere betrifft die Erfindung intern gestützte biokompatible Zelleinkapselungsvorrichtungen.
Eine Methode zur Einkapselung war die Makroeinkapselung, die typischerweise das Einbringen lebender Zellen in Hohlfaservorrichtungen (oder Vorrichtungen mit einer anderen geeigneten Gestalt) und das anschließende Verschließen der Extremitäten umfaßt. Die Einkapselung solcher Zellen durch eine selektiv permeable oder "permselektive" Membran ermöglicht die Diffusion der biologischen Faktoren, die von den Zellen erzeugt und abgesondert werden, sie hält aber die Zellen innerhalb eines bestimmten Bereichs fest. Die Einkapselung kann im Falle von xenogenen (spezienüberschreitenden) oder allogenen Transplantaten auch eine Abstoßung durch den Wirt verringern oder verhindern.
Verschiedene Arten von Zellvorrichtungen sind bekannt. Das US-Patent 4 892 538 von Aebischer et al. offenbart eine selektiv permeable Hohlfasermembran zur Zelleinkapselung. Das US-Patent 5 158 881, ebenfalls von Aebischer et al., offenbart ein Verfahren zur Einkapselung lebender Zellen durch Ausbildung eines röhrenförmigen Extrudats um eine Zellsuspension herum und abschnittweises Verschließen des röhrenförmigen Extrudats, um getrennte Zellkammern abzugrenzen, die durch polymere Verknüpfungen verbunden sind. Siehe auch Mandel et al. (WO 91/00119), die sich mit einer selektiv permeablen verschließbaren Membranröhre zur Implantation in ein Subjekt befassen, die eine großporige hydrophobe Außenfläche besitzt, um die Gefäßbildung zu fördern.
Viele Zelltypen, die in Einkapselungsvorrichtungen verwendet werden, sind vom adhäsiven Typ und (ob teilend oder nichtteilend) werden miteinander aggregieren oder sich aneinanderhaften. Diese Zellcluster oder -aggregate können in der Mitte der Vorrichtung einen nekrotischen Kern bilden. Ein solcher Kern kann sich mit der Zeit aufgrund eines Mangels an die Mitte des Zellclusters erreichenden bestimmten Metaboliten oder der Anreicherung toxischer Produkte, die ein Zellsterben verursachen, ausbilden. wenn absterbende Zellen sich ansammeln und wegzubrechen beginnen, kann das nekrotische Gewebe auch Faktoren freisetzen, die für die überlebenden Zellen schädlich sind (z. B. Faktoren, die einen Makrophagen oder eine anderen Immunreaktion hervorrufen).
Ein Weg zur Verringerung der Bildung eines nekrotischen Kerns umfaßt die Immobilisierung von Zellen in einem Matrixmaterial, z. B. einer Hydrogel-Matrix, innerhalb der Vorrichtung. Siehe z. B. Dionne et al. (WO 92/19195), die sich mit biokompatiblen immunisolatorischen Vehikeln mit einem Hydrogel- oder Extrazellulärmatrixkern befassen.
Ein weiterer bekannter Weg zur Steuerung des Wachstums von Zellen in der Vorrichtung und zur Verringerung nekrotischer Kerneffekte ist, ein Poly(hydroxyethylmethacrylat)- oder Poly(hydroxyethylmethacrylat-comethylmethacrylat)- oder Nonwoven-Polyester-Gerüst für Zellen zum Wachstum im Inneren der Vorrichtung zur Verfügung zu stellen. Siehe z. B. Schinstine et al. (WO 96/02646). Solche Gerüste bilden ein faseriges Netz, keine offenzellige Struktur.
ZUSAMMENFASSUNG DER ERFINDUNG
Die vorliegende Erfindung stellt eine neue biokompatible Zellvorrichtung mit einem internen Schaumgerüst zur Verfügung. Das Schaumgerüst besitzt eine offenzellige Struktur, d. h. eine Struktur mit miteinander verbundenen Makroporen. Die Zellen können sich an die Wände der Makroporen anhaften. Das in den Vorrichtungen dieser Erfindung verwendete Gerüstmaterial ist ein synthetischer makroporöser polymerer offenzelliger Schaumstoff. Die in diesem Gerüstmaterial enthaltenen Zellen werden durch Einkapselung innerhalb einer porösen zellimpermeablen Membran am Ausbrechen aus dem Gerüst gehindert.
KURZE BESCHREIBUNG DER ZEICHNUNGEN
1 ist ein Diagramm der Alamar-Fluoreszenz von PC12-Zellen im Zeitverlauf als ein Vergleich von Vorrichtungen mit einem PVA-Schaumgerüst (geschlossene Kreise) und Vorrichtungen mit einer Chitosan-Matrix (offene Quadrate).
2 ist ein Diagramm der basalen L-dopa-Freisetzung (pm/ml/30 Minuten) von PC12-Zellen im Zeitverlauf als ein Vergleich von Vorrichtungen mit einem PVA-Schaumgerüst (geschlossene Kreise) und Vor richtungen mit einer Chitosan-Matrix (offene Quadrate).
3 ist ein Diagramm der basalen L-dopa-Freisetzung von PC12-Zellen vor der Implantation und bei der Explantation nach einem lmonatigen Implantat in Nagetieren. Das Diagramm zeigt einen Vergleich von Vorrichtungen mit einem PVA-Schaumgerüst (als PVA gekennzeichnet) und Vorrichtungen mit einer Chitosan-Matrix (als Kontrolle gekennzeichnet). Die schraffierten Blöcke stellen die Daten vor der Implantation dar; die unschraffierten Blöcke stellen die Explantationsdaten dar. Die Vorrichtungen wurden anfänglich mit einer niedrigen Dichte (LD) an Zellen oder einer hohen Dichte (HD) an Zellen beschickt.
4 ist ein Diagramm der durch K hervorgerufenen L-dopa-Freisetzung von PC12-Zellen vor der Implantation und bei der Explantation nach einem lmonatigen Implantat in Nagetieren. Das Diagramm zeigt einen Vergleich von Vorrichtungen mit einem PVA-Schaumgerüst (als PVA gekennzeichnet) und Vorrichtungen mit einer Chitosan-Matrix (als Kontrolle gekennzeichnet). Die schraffierten Blöcke stellen die Daten vor der Implantation dar; die unschraffierten Blöcke stellen die Explantationsdaten dar. Die Vorrichtungen wurden anfänglich mit einer niedrigen Dichte (LD) an Zellen oder einer hohen Dichte (HD) an Zellen beschickt.
DETAILLIERTE BESCHREIBUNG DER ERFINDUNG
Diese Erfindung betrifft biokompatible Vorrichtungen mit einem internen Schaumgerüst. Die Vorrichtungen der vorliegenden Erfindung besitzen wenigstens eine selektive permeable (permselektive) Oberfläche, über die hinweg biologisch aktive Moleküle transportiert werden können. Der Transport solcher Moleküle kann von der Vorrichtung zum Wirt oder vom Wirt zur Vorrichtung erfolgen. Die Vorrichtung kann Mittel enthalten, um nach der Implantation Zellen in die Vorrichtung einzubringen. Siehe z. B. Aebischer et al. (WO 93/00128).
Die Vorrichtungen der vorliegenden Erfindung enthalten (a) ein Schaumgerüst, das eine netzförmige Struktur aus miteinander verbundenen Poren enthält, wobei die Poren eine derartige Größe besitzen, daß die Zelle an die Porenwände anhaften kann, (b) lebende Zellen, dispergiert in oder auf dem Schaumgerüst, und (c) einen umgebenden oder peripheren Bereich, der einen selektiv permeablen Membranmantel enthält, welcher biokompatibel ist. Falls erwünscht, kann die Vorrichtung so konstruiert sein, daß die schädlichen Auswirkungen des Immunsystems des Wirts auf die Zellen in ihrem Kern minimiert werden.
Die Matrizen des Stands der Technik, die in Hohlfasermembranvorrichtungen verwendet wurden, um Zellen zu immobilisieren, bestanden aus vernetzten Hydrogelen. Die Schaumgerüste dieser Erfindung haben gegenüber diesen herkömmlichen Hydrogel-Matrizen mehrere Vorteile:

(1) Hydrogele hemmen im allgemeinen das Zellwachstum und die Zellmigration nicht, da ihnen physikalische Oberflächen fehlen, welche Zellen festhalten; Schäume hingegen haben miteinander verbundene Poren mit Oberflächen (oder Wänden), an die die Zellen anhaften können. Dies kann das Wachstum von kontaktinhibierten Zellen hemmen. Deshalb können zur Proliferation kontaktinhibierter Zelllinien Schäume eine stabile Zellzahl zur Verfügung stellen, sobald die Oberfläche mit Zellen angefüllt ist, wohingegen in Hydrogelen die Zellproliferation unkontrolliert bleibt.
(2) Schäume können den Hohlfasermembranen eine beträchtliche mechanische Festigkeit, Elastizität und eine erhöhte Knickfestigkeit verleihen, wohingegen die meisten Hydrogele mechanisch schwach sind und keine Knickfestigkeit verleihen können.
(3) Schäume können direkt in den Hohlfasermembranen gebildet und als Teil der vormontierten Vorrichtung sterilisiert werden, wodurch die Notwendigkeit, die Matrix in einem getrennten aseptischen Schritt mit Zellen zu beimpfen, beseitigt wird.
(4) Schäume können Zellen gleichmäßiger innerhalb der Einkapselungsvorrichtung verteilt halten als flüssige Kernsubstrate, die früher als Zellträger eingesetzt wurden, und sie können daher eine Zellklumpenbildung verhindern, die zu schlechten Transporteigenschaften und möglichen nachfolgenden nekrotischen Kernen innerhalb des Lumens der Vorrichtung führt.
(5) Synthetische Schaumstoffe sind biologisch bedeutend stabiler als Hydrogele, welche durch Zellen oder Enzyme zersetzt werden können.
(6) Synthetische nichtzersetzbare Schäume faulen die Membran nicht an – Hydrogele können die Poren der permselektiven Membranhaut beim Einbringen in die Vorrichtung und bei deren Zersetzung anfaulen.
(7) Da Schäume physikalisch voneinander getrennte kleine Zellcluster sind, können sie, falls notwendig, eine höhere Zelldichte aufrechterhalten als Hydrogelmatrixmaterialien.

Die Schaumgerüste dieser Erfindung besitzen auch gegenüber Nicht-Schaum-Gerüsten Vorteile. Schaumgerüste können leicht mit definierten Eigenschaften und Porengrößen erzeugt werden. Ferner haben Gerüste des Stands der Technik typischerweise eine faserige Netzstruktur, anstatt einer offenzelligen Struktur mit miteinander verbundenen Poren, und daher besitzen sie eine geringere, für die Zellanbindung zur Verfügung stehende Oberfläche. Darüber hinaus sind faserige Netzgerüste im allgemeinen schwieriger mit reproduzierbaren physikalischen Eigenschaften herzustellen, und im allgemeinen können sie nicht außerhalb des Membranmantels vorgefertigt werden. Zusätzlich ermöglicht die netzförmige makroporöse Struktur des Schaumgerüsts die Erzeugung von Bereichen mit Zelltoleranz und Zellintoleranz innerhalb der Vorrichtung, indem die Poren mit einem nicht-permissiven Material (z. B. einem nicht-permissiven Hydrogel) gefüllt werden.
Eine "biokompatible Vorrichtung" bedeutet, daß die Vorrichtung bei der Implantation in ein Wirt-Säugetier keine ausreichende nachteilige Wirtreaktion auslöst, um zu einer Abstoßung der Vorrichtung zu führen oder die Vorrichtung außer Funktion zu setzen. Ein solches Außer-Funktion-Setzen kann zum Beispiel durch Bildung einer fibrotischen Struktur um die Vorrichtung herum auftreten, welche die Diffusion von Nährstoffen zu den darin befindlichen Zellen einschränkt.
"Biologische Aktivität" bedeutet die biologischen Wirkungen eines Moleküls auf eine spezifische Zelle. So wie hier verwendet, ist "ein biologisch aktives Molekül" ein Molekül, das seine biologische Aktivität innerhalb der Zelle, in der es erzeugt wird, entfaltet (z. B. bcl-2 zur Verhinderung von Apoptose), oder es kann an der Zelloberfläche exprimiert und die Wechselwirkungen der Zelle mit anderen Zellen oder biologisch aktiven Molekülen (z. B. einem Neurotransmitterrezeptor oder einem Zelladhäsionsmolekül) beeinflussen. Zusätzlich kann ein biologisch aktives Molekül von der Zelle, in der es erzeugt wird, freigesetzt oder abgesondert werden und seine Wirkung auf eine separate Zielzelle (z. B. einen Neurotransmitter, ein Hormon, einen Wachstums- oder Nahrungsfaktor, oder Zytokin) ausüben.
Verschiedene Polymere und Polymermischungen können zur Herstellung des Mantels der Einkapselungsvorrichtung verwendet werden. Polymere Membrane, welche die Vorrichtung bilden, können u. a. Polyacrylate (einschließlich Acrylcopolymere), Polyvinylidene, Polyvinylchloridcopolymere, Polyurethane, Polystyrole, Polyamide, Celluloseacetate, Cellulosenitrate, Polysulfone (einschließlich Polyethersulfone), Polyphosphazene, Polyacrylonitrile und PAN/PVC sowie Derivate, Copolymere und Mischungen davon sein.
Alternativ kann der Vorrichtungsmantel aus einem beliebigen geeigneten biokompatiblen Material, einschließlich z. B. Hydrogelen, gebildet werden. Siehe z. B. Dionne et al. (WO 92/19195).
Der Vorrichtungsmantel kann auch eine hydrophobe Matrix, wie z. B. ein Ethylen-Vinylacetat-Copolymer, oder eine hydrophile Matrix, wie z. B. ein Hydrogel, enthalten. Der Mantel kann nach seiner Herstellung mit einem impermeablen äußeren Überzug, wie z. B. einem Polyurethan, Ethylenvinylacetat, Silicium oder Alginat, der einen Teil der Zellkammer bedeckt, beschichtet oder behandelt werden. Das zur Bildung des Mantels verwendete Material führt zu einem umgebenden oder peripheren Bereich, der selektiv permeabel und biokompatibel ist.
Die in Verbindung mit den oben genannten Polymeren zur Bildung des Mantels verwendeten Lösungsmittel werden von dem speziellen, für das Membranmaterial ausgewählten Polymer abhängen. Geeignete Lösungsmittel sind u. a. eine breite Vielfalt an organischen Lösungsmitteln, wie z. B. Alkohole und Ketone im allgemeinen sowie Dimethylsulfoxid (DMSO), Dimethylacetamid (DMA) und Dimethylformamid (DMF) sowie Mischungen aus diesen Lösungsmitteln. Im allgemeinen sind wassermischbare organische Lösungsmittel bevorzugt.
Die Polymerlösung (oder "Dope") kann auch verschiedene Additive enthalten, wie z. B. Tenside, um die Bildung poröser Kanäle zu verstärken, und Antioxidationsmittel, um Oxide abzufangen, die während des Koagulationsverfahrens gebildet werden. Beispiele für Tenside sind u. a. Triton-X 100, das von Sigma Chemical Corp. erhältlich ist, und Pluronics P65, P32 und P18. Beispiele für Antioxidationsmittel sind u. a. Vitamin C (Ascorbinsäure) und Vitamin E.
Der Mantel ermöglicht den Durchgang von Substanzen bis zu einer vorbestimmten Größe, verhindert jedoch den Durchgang größerer Substanzen. Speziell wird der Mantel in einer derartigen Weise erzeugt, daß er Poren oder Hohlräume mit einem vorbestimmten Größenbereich besitzt. Die für eine bestimmte Vorrichtung gewählte Trenngrenze (MWCO) wird zum Teil von der beabsichtigten Anwendung bestimmt werden. Die bei der vorliegenden Erfindung geeignetsten Membrane sind Ultrafiltrations- und Mikrofiltrationsmembrane.
Bei einer Ausführungsform ziehen wir Ultrafiltrationsmembrane in Betracht. Diese sind auch als selektiv permeable oder permselektive Membrane bekannt. Bei dieser Ausführungsform ziehen wir eine MWCO von 1000 kD oder weniger, vorzugsweise zwischen 50 und 700 kD oder weniger, besonders bevorzugt zwischen 70 und 300 kD, in Betracht. In einer weiteren Ausführungsform ziehen wir Mikrofiltrationsmembrane oder mikroporöse Membrane zur Bildung des Mantels in Betracht.
Jede beliebige geeignete Membran kann verwendet werden, um die Vorrichtungen mit internen Schaumgerüsten dieser Erfindung zu errichten. Zum Beispiel können permselektive Hohlfasermembrane, wie sie in US-Patent 4 892 538 beschrieben sind, (z. B. XM-50-Röhren von AMICON Corp., Lexington, MA) verwendet werden. Alternativ können selektiv permeable Hohlfa sermembrane gebildet werden, wie es in den US-Patenten 5 284 761 oder 5 283 187 und von Baetge et al. (WO 95/05452) beschrieben ist. Bei einer Ausführungsform wird der Mantel aus einer Polyethersulfonmembran des in den US-Patenten 4 976 859 und 4 968 733 (die permselektive und mikroporöse Membrane betreffen) beschriebenen Typs gebildet.
Verschiedene Verfahren zur Bildung permeabler Membrane sind im Stand der Technik bekannt. Bei einem Verfahren werden Hohlfasermembrane durch Coextrusion einer polymeren Gießlösung und eines Koagulans (das biologische Gewebefragmente, Organelle oder Suspensionen von Zellen und/oder andere therapeutische Mittel enthalten kann) gebildet. Ein solches Verfahren ist in den US-Patenten 5 284 761 und 5 283 187 genannt.
Die Vorrichtungen dieser Erfindung sind vorzugsweise immunisolatorisch. Eine "immunisolatorische Vorrichtung" bedeutet, daß die Vorrichtung bei der Implantation in einen Säugetierwirt die schädlichen Auswirkungen des Immunsystems des Wirts auf die Zellen innerhalb ihres Kerns minimiert, so daß die Vorrichtung über längere Zeiträume hinweg in vivo funktioniert. Um immunisolatorisch zu sein, sollte der umgebende oder periphere Bereich der Vorrichtung einen Schutz der Zellen von dem Immunsystem des Wirts, in dem die Vorrichtung implantiert ist, bieten, indem verhindert wird, daß schädliche Substanzen aus dem Körper des Wirts in den Kern des Vehikels eindringen, und eine physikalische Barriere bereitgestellt wird, die ausreicht, um einen schädlichen immunologischen Kontakt zwischen den eingekapselten (isolierten) Zellen und dem Immunsystem des Wirts zu verhindern. Die Dicke dieser physikalischen Barriere kann variieren, sie wird jedoch stets ausreichend dick sein, um einen direkten Kontakt zwischen den Zellen und/oder den Substanzen auf beiden Seiten der Barriere zu verhindern. Die Dicke dieses Bereichs reicht im allgemeinen von 5 bis 200 Mikrometer; Dicken von 10 bis 100 Mikrometer sind bevorzugt, und Dicken von 20 bis 75 Mikrometer sind besonders bevorzugt. Die Arten von immunologischem Angriff, die durch die Verwendung des vorliegenden Vehikels verhindert oder minimiert werden können, sind u. a. Angriffe durch Makrophagen, Neutrophile, zelluläre Immunreaktionen (z. B. natürliche Killerzellen und antikörperabhängige T-Zellenvermittelte Zytolyse (ADCC) und humorale Reaktion (antikörperabhängige komplementvermittelte Zytolyse).
Die Verwendung von immunisolatorischen Vorrichtungen ermöglicht die Implantation xenogener Zellen oder Gewebe, ohne daß eine Immunsuppression des Empfängers einhergehen muß. Der Ausschluß von IgG aus dem Kern des Vehikels ist nicht der Prüfstein der Immunisolation, da in den meisten Fällen IgG alleine nicht ausreicht, um eine Zytolyse der Zielzellen oder -gewebe zu erzeugen. Durch Verwendung von immunisolatorischen Vorrichtungen ist es möglich, benötigte Produkte mit hohem Molekulargewicht zuzuführen oder metabolische Funktionen, die zu Substanzen mit höherem Molekulargewicht gehören, zur Verfügung zu stellen, vorausgesetzt, daß kritische Substanzen, die für die Vermittlung eines immunologischen Angriffs notwendig sind, von der immunisolatorischen Vorrichtung ausgeschlossen sind. Diese Substanzen können die Komplementangriffkomplexkomponente (complement attack complex component) Clq enthalten, oder sie können phagozytische oder zytotoxische Zellen enthalten; die vorliegende immunisolatorische Vorrichtung stellt eine schützende Barriere zwischen diesen schädlichen Substanzen und den isolierten Zellen zur Verfügung.
Das Schaumgerüst kann aus einem beliebigen geeigneten Material gebildet werden, das einen biokompatiblen Schaum mit einer offenzelligen oder makroporösen Struktur mit einem Porennetzwerk bildet. Ein offenzelliger Schaum ist eine netzförmige Struktur aus miteinander verbundenen Poren. Das Schaumgerüst stellt ein biologisch nicht abbaubares stabiles Gerüstmaterial zur Verfügung, das die Bindung von adhäsiven Zellen ermöglicht. Unter den Polymeren, die zur Bildung der Schaumgerüste für die Vorrichtungen dieser Erfindung geeignet sind, sind Thermoplaste und thermoplastische Elastomere.
Einige Beispiele für Materialien, die zur Bildung geeigneter Schaumgerüste geeignet sind, sind in Tabelle 1 aufgeführt.
Tabelle 1:
Thermoplastische Schaumgerüste, die aus Polysulfon und Polyethersulfon hergestellt sind, und Schaumgerüste aus thermoplastischem Elastomer, die aus Polyurethan und Polyvinylalkohol hergestellt sind, sind bevorzugt.
Einige (aber nicht notwendigerweise alle) Poren des Schaums müssen eine Größe besitzen, die es den Zellen ermöglicht, sich an die Wände oder Oberflächen innerhalb der Poren anzuhaften. Die Porengröße, die Porendichte und das Hohlraumvolumen des Schaumgerüsts können variieren. Die Porenform kann kreisförmig, elliptisch oder unregelmäßig sein. Da die Porenform beträchtlich variieren kann, können ihre Abmessungen in bezug auf die zu messenden Achsen variieren. Für die Zwecke dieser Erfindung sollten wenigstens einige der Poren in dem Schaum einen Porendurchmesser zwischen 20 und 500 μm, vorzugsweise zwischen 50 und 150 μm, besitzen. Die obigen Abmessungen stellen vorzugsweise die mittlere Porengröße des Schaums dar. Falls nicht kreisförmig, kann die Pore variable Abmessungen haben, solange ihre Größe ausreichend ist, um zuzulassen, daß sich adhäsive Zellen an die wände oder Oberflächen innerhalb der Pore anhaften. Eine Ausführungsform betrifft Schäume mit einigen elliptischen Poren, die entlang der Nebenachse einen Durchmesser von 20–500 μm haben und entlang der Hauptachse einen Durchmesser von bis zu 1500 μm haben.
Zusätzlich zu den obigen zellpermissiven Porengrößen sollte vorzugsweise wenigstens ein Teil der Poren in dem Schaum kleiner als 10 μm sein, um für die Zellen nicht-permissiv zu sein, aber dennoch Kanäle für den Transport von Nährstoffen und biologisch aktiven Molekülen durch den Schaum zur Verfügung zu stellen.
Die Porendichte des Schaums (d. h. die Anzahl pro Volumen der Poren, die Zellen aufnehmen können, wie es oben beschrieben ist) kann zwischen 20 und 90% variieren, vorzugsweise zwischen 50 und 70%.
Ähnlich kann das Hohlraumvolumen des Schaums zwischen 20 und 90% variieren, vorzugsweise zwischen 30 und 70%.
Die Wände der Oberflächen der Poren sind typischerweise mit einem oder mehreren Extrazellulärmatrixmolekülen oder einem anderen geeigneten Molekül überzogen. Dieser Überzug kann verwendet werden, um die Adhäsion der Zellen an die Porenwände zu erhöhen, um Zellen in einem speziellen Phänotyp zu halten und/oder um eine zelluläre Differenzierung zu induzieren.
Bevorzugte Beispiele für Extrazellulärmatrixmoleküle (ECM), die an die Oberflächen innerhalb der Poren des Schaums gehaftet werden können, sind u. a.: Collagen, Laminin, Vitronectin, Polyornithin und Fibronectin. Andere geeignete ECM-Moleküle sind u. a. Glycosaminoglycane und Proteogly cane, wie z. B. Chrondroitinsulfat, Heparinsulfat, Hyaluron, Dermatansulfat, Keratinsulfat, Heparansulfatproteoglycan (HSPG) und Elastin.
Das EDM kann durch Kultivieren von Zellen, von denen bekannt ist, daß sie ECM einlagern, einschließlich Zellen mit Mesenchym- oder Astrozyt-Ursprung, erhalten werden. Schwann-Zellen können angeregt werden, ECM zu synthetisieren, wenn sie mit Ascorbat und cAMP behandelt werden. Siehe z. B. Baron-Van Evercooren et al., "Schwann Cell Differentiation in vitro: Extracellular Matrix Deposition and Interaction", Dev. Neurosci., 8, S. 182–196 (1986).
Ferner wurde gefunden, daß Adhäsionspeptidfragmente, z. B. RGDhaltige Sequenzen (ArgGlyAsp), YIGSR-haltige Sequenzen (TyrIleGlySerArg) sowie IKVAV-haltige Sequenzen (IleLysValAlaVal) zur Verstärkung der Zellhaftung geeignet sind. Einige RGD-haltige Moleküle sind im Handel erhältlich, z. B. PepTite-2000^TM (Telios).
Die Schaumgerüste dieser Erfindung können auch mit anderen Materialien behandelt werden, welche die Zellverteilung innerhalb der Vorrichtung verbessern. Zum Beispiel können die Poren des Schaums mit einem nicht-permissiven Hydrogel gefüllt werden, das die Zellproliferation oder -migration inhibiert. Eine solche Modifizierung kann die Haftung von adhäsiven Zellen an das Schaumgerüst verbessern. Geeignete Hydrogele sind u. a. anionische Hydrogele (z. B. Alginat oder Carageenan), welche aufgrund der Ladung die Zellen abstoßen können. Alternativ können auch "feste" Hydrogele (z. B. Agarose oder Polyethylenoxid) verwendet werden, um die Zellproliferation durch Beeinträchtigen der Bindung von Extrazellulärmatrixmolekülen, die von den Zellen abgesondert werden, zu inhibieren.
Die Behandlung des Schaumgerüsts mit Bereichen eines nichtpermissiven Materials ermöglicht das Einkapseln von zwei oder mehreren bestimmten Zellpopulationen innerhalb der Vorrichtung, ohne daß eine Population die andere überwächst. Daher können nicht-permissive Materialien innerhalb des Schaumgerüsts verwendet werden, um einzelne Populationen eingekapselter Zellen zu segregieren. Die einzelnen Zellpopulationen können gleiche oder unterschiedliche Zelltypen sein und können gleiche oder unterschiedliche biologisch aktive Moleküle erzeugen. Bei einer Ausführungsform erzeugt eine Zellpopulation eine Substanz, welche das Wachstum der anderen Zellpopulation steigert. Bei einer anderen Ausführungsform werden mehrere Zelltypen, die mehrere biologisch aktive Moleküle erzeugen, eingekapselt. Dies stellt dem Empfänger eine Mischung oder einen "Cocktail" aus therapeutischen Substanzen zur Verfügung.
Man wird erkennen, daß die Vorrichtungen der vorliegenden Erfindung verschiedenerlei Formen besitzen können. Die Vorrichtung kann eine beliebige Konfiguration besitzen, die zur Aufrechterhaltung der biologischen Aktivität geeignet ist und für die Bereitstellung der Produkte oder der Funktion sorgt, einschließlich zum Beispiel einer zylindrischen, rechteckigen, scheibenförmigen, flickenförmigen, eiförmigen, sternförmigen oder sphärischen Form. Darüber hinaus kann die Vorrichtung zu einer netzartigen oder verschachtelten Struktur zusammengerollt oder -gefaltet werden. Wenn die Vorrichtung nach der Implantation wieder zurückgeholt werden soll, sind Konfigurationen, die tendenziell dazu führen, daß die Vorrichtungen von der Implantationsstelle fortwandern, wie z. B. kugelförmige Vorrichtungen, die klein genug sind, um in dem Patienten zu wandern, nicht bevorzugt. Bestimmte Formen, wie z. B. Rechtecke, Flicken, Scheiben, Zylinder und Flächengebilde, bieten eine größere strukturelle Integrität und sind bevorzugt, wenn eine Wiedergewinnung erwünscht ist.
Das Schaumgerüst ist so hergerichtet, daß es, wenn angebracht, in die Vorrichtung paßt. Für röhrenförmige (oder "Hohlfaser"-) Ausführungsformen kann das Schaumgerüst ein zylindrisches Rohr oder ein zylindrischer Stab, ein rechteckiges Rohr oder ein rechteckiger Stab oder eine beliebige andere schräge Form sein, so lange sie in das Lumen der Hohlfaser paßt. Man wird erkennen, daß bei einigen Ausführungsformen das Schaumgerüst Rippen oder andere Vorsprünge besitzen kann, welche die Innenwand der Hohlfaser berühren können.
Bei einer Ausführungsform der Erfindung ist die Zellvorrichtung aus einer Hohlfasermembran mit einem zylindrischen internen Schaumgerüst gebildet.
Die Vorrichtung kann auch in Form einer Flächengebildevorrichtung vorliegen. Flächengebildevorrichtungen sind detailliert bei Dionne et al. (WO 92/19195) beschrieben. Eine Flächengebildevorrichtung dieser Erfindung ist im allgemeinen gekennzeichnet durch eine erste Flächengebildemembran mit einer ersten Innenfläche und eine zweite Flächengebildemembran mit einer zweiten Innenfläche, wobei die beiden Membrane an ihrem Rand versiegelt sind, um eine Tasche zu bilden, wobei sich das Schaumgerüst zwischen den Membranen innerhalb der Tasche befindet. Die Zellen können dann durch eine Zugangsöffnung eingebracht und die Versiegelung mit einem in die Öffnung gesteckten Stopfen vervollständigt werden.
Die Vorrichtungen dieser Erfindung können gemäß einem beliebigen geeigneten Verfahren gebildet werden. Bei einer Ausführungsform kann das Schaumgerüst vorgeformt und als eine getrennte Komponente in einen vorgefertigten Mantel, z. B. eine Hohlfasermembran, eingebracht werden.
Jedes beliebige geeignete thermoplastische Material oder thermoplastische Elastomermaterial für das Schaumgerüst kann vorgeformt werden, um in einen vorgefertigten Mantel eingebracht zu werden. Bei einer Ausführungsform bevorzugen wir Polyvinylalkohol(PVA)-Schwämme zur Verwendung als Schaumgerüst. Mehrere PVA-Schwämme sind im Handel erhältlich. Zum Beispiel eignen sich die PVA-Schaumschwämme #D-3, 60 μm Porengröße (Rippey Corp., Kanebo). Ähnlich sind PVA-Schwämme von Unipoint Industries, Inc. (Thomasville, NC) und von Ivalon Inc. (San Diego, CA) im Handel erhältlich. PVA-Schwämme sind wasserunlösliche Schäume, die durch Umsetzung einer belüfteten Poly(vinylalkohol)-Lösung mit Formaldehyddampf als Vernetzungsmittel gebildet werden. Die Hydroxylgruppen am PVA vernetzen kovalent mit den Aldehydgruppen, um das Polymernetzwerk zu bilden. Die Schäume sind biegsam und elastisch, wenn sie feucht sind, und halbstarr, wenn sie getrocknet sind.
Bei einer alternativen Ausführungsform kann das Schaumgerüst in situ innerhalb eines vorgefertigten Mantels gebildet werden. Jeder beliebige Vorläufer des Schaums aus Thermoplast oder thermoplastischem Elastomer kann zur Bildung eines Schaumgerüsts in situ verwendet werden. Polyvinylalkohol, Polyurethan, Polysulfon und Polyethersulfon sind zur Bildung des Gerüstes in situ bevorzugt.
Bei einer Ausführungsform kann das Schaumgerüst in situ unter Verwendung von Polyurethanen gebildet werden. Polyurethane sind Polymere, die durch Umsetzung von Polyisocyanaten mit Polyhydroxyverbindungen gebildet werden. Polyurethanschaummatrixmaterialien können innerhalb der Hohlfasermembran durch Verwendung von Vorpolymeren (gebildet durch die Umsetzung eines linearen, mit OH endenden Polymers mit einem Überschuß an Diisocyanat, was ein mit Isocyanat endendes Polymer ergibt), die beim Kontakt mit wäßrigen Lösungen polymerisieren und CO₂ als Polymerisationsprodukt erzeugen, gebildet werden. Das erzeugte CO₂-Gas bildet die offenzelligen Schaumstrukturen des Matrixmaterials. Siehe z. B. Hasirci, "Polyurethanes" in High Performance Biomaterials: A Comprehensive Guide to Medical and Pharmaceutical Applications (Szycher, Hrsg.) (Technomic Publishing, Lancaster, PA 1991), S. 71–89.
Ein Tensid kann zu der wäßrigen Lösung hinzugegeben werden, um die Porenbildung in dem Schaum zu fördern. Beispiele für Tenside sind u. a. Triton-X 100, das von Sigma Chemical Corp. erhältlich ist, und Pluronics P65, P32 und P18. Polyurethanschaumvorläufermaterialien und ein geeignetes Tensid zur Bildung von bei dieser Erfindung geeigneten Schäumen sind von Hampshire Chemical Corp. (Lexington, MA) im Handel erhältlich.
Bei einer weiteren Ausführungsform kann das Schaumgerüst vorgeformt und anschließend mit einem zellimpermeablen Mantel überzogen werden. Wiederum kann ein beliebiger geeigneter Vorläufer des Schaums aus Thermoplast oder thermoplastischem Elastomer verwendet werden, um das Schaumgerüst in situ zu bilden. Die Bildung des Mantels um das Gerüst herum kann gemäß den Verfahren, wie sie z. B. von Dionne et al. (WO 92/19195) detailliert beschrieben sind, durchgeführt werden.
Bei einer bevorzugten Ausführungsform können Polyethylenschaumstäbe, gebildet durch Sintern von Kügelchen aus Niederdruckpolyethylen (HDPE) (Porex^®), mit mittleren Porengrößen im Bereich von 30–60 μm mit einer permselektiven PAN/PVC-Membran durch ein Tauchbeschichtungsverfahren zusammengesetzt werden. Anderes gesintertes thermoplastisches Material ist z. B. von Interflo Technologies (Brooklyn, NY) im Handel erhältlich. Die Schaumstäbe werden mit in DMSO-Lösungsmittel gelöstem PAN/PVC tauchbeschichtet und phaseninvertiert, um die Membran zu bilden, indem sie in ein Nichtlösungsmittel-Wasserbad getaucht werden. Die Schaumstäbe können auch mit Polyornithin überzogen werden, um die Zellhaftung an das Schaummaterial zu verbessern, bevor die Vorrichtungen mit Zellen beimpft werden.
Vorzugsweise besitzt die Vorrichtung einen Haltefaden zur leichteren Entfernung. Solche Haltefäden sind im Stand der Technik gut bekannt.
Die Vorrichtungen dieser Erfindung besitzen einen Kern mit einem vorzugsweise minimalen Volumen von etwa 1 bis 10 μl, und, je nach ihrer Verwendung, sind sie leicht so herzustellen, daß sie ein Volumen von über 100 μl besitzen (das Volumen wird in Abwesenheit des Schaumgerüstes gemessen).
Bei einer Hohlfaserkonfiguration besitzt die Faser vorzugsweise einen Innendurchmesser von weniger als 1500 Mikrometer, besonders bevorzugt etwa 300–600 Mikrometer. Wenn eine semipermeable Membran verwendet wird, liegt die hydraulische Permeabilität vorzugsweise im Bereich von 1–100 ml/Minute/M²/mmHg, besonders bevorzugt im Bereich von 25 bis 70 ml/Minute/M²/mmHg. Der Glucosemassentransferkoeffizient der Vorrichtung, der wie von Dionne et al., ASAIO Abstracts, S. 99 (1993), und Colton et al., The Kidney (Brenner und Rector, Hrsg.) (1981), beschrieben definiert, gemessen und berechnet wird, beträgt vorzugsweise mehr als 10^–6 cm/Sekunde, besonders bevorzugt mehr als 10^–4 cm/Sekunde.
Jedes beliebige Verfahren zur Versiegelung der Vorrichtungen kann verwendet werden, einschließlich der Anwendung von Polymerklebstoffen und/oder des Crimpens, Verknotens und der Heißversiegelung. Diese Versiegelungsverfahren sind im Stand der Technik bekannt. Ferner kann auch jedes geeignete "trockene" Versiegelungsverfahren angewandt werden. Bei diesen verfahren wird ein im wesentlichen nichtporöses Paßteil bereitgestellt, das an der Membraneinkapselungsvorrichtung mit einer sicheren Trockendichtung befestigt wird, und die zellhaltige Lösung wird durch dieses Paßteil eingefüllt. Nach der Befüllung wird die Vorrichtung verschlossen, indem die Öffnung in dem nichtporösen Paßteil verschlossen wird. Ein solches Verfahren wird von Mills et al. (WO 94/01203) beschrieben.
Eine große Vielfalt an Zellen kann bei dieser Erfindung verwendet werden. Diese sind u. a. gut bekannte, frei erhältliche, sich unbegrenzt vermehrende Zelllinien (einschließlich bedingt sich unbegrenzt vermehrender Zellen) sowie sich teilende Primärzellkulturen. Beispiele für frei erhältliche Zelllinien, die für die Praxis dieser Erfindung geeignet sind, sind u. a. Babyhamsternierenzellen (BHK-Zellen), Ovarialzellen des chinesischen Hamsters (CHO-Zellen), Mäusefibroblastenzellen (L-M-Zellen), NIH-Swiss-Mäuseembryozellen (NIH/3T3-Zellen), African-Green-Monkey-Zell-linien (einschließlich COS-a, COS-7, BSC-1, BSC-40, BMT-10 und Vero), Rattennebennieren-Phäochromozytomzellen (PC12- und PC12A-Zellen), Rattengliatumorzellen (C6-Zellen), RIN-Zellen, β-TC-Zellen, Hep-G2-Zellen und Myoblasten-Zelllinien (einschließlich C2C12-Zellen).
Primärzellen, die gemäß der vorliegenden Erfindung verwendet werden können, sind u. a. neurale Progenitor-Stammzellen, die aus dem ZNS von Säugetieren stammen (siehe Richards et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89: 8591–8595 (1992); Ray et al., PNAS, 90: 3602–3606 (1993)), primäre Fibroblasten, Schwan-Zellen, Astrozyten, Oligodendrozyten und ihre Vorläufer, Myoblasten, Nebennieren-Chromaffinzellen und dergleichen.
Die Auswahl der Zellen hängt von der beabsichtigten Anwendung ab. Die Zellen können das erwünschte biologisch aktive Molekül natürlich erzeugen oder können genetisch behandelt sein, um dies zu tun.
Ein betreffendes Gen (d. h. ein Gen, das ein geeignetes biologisch aktives Molekül kodiert) kann in eine Klonierungsstelle eines geeigneten Expressionsvektors eingefügt werden, indem Standard-DNA-Rekombinationsverfahren angewandt werden. Man wird erkennen, daß mehr als ein Gen in einen geeigneten Expressionsvektor eingefügt werden kann. Diese Verfahren sind den Fachleuten gut bekannt.
Der Expressionsvektor, der das betreffende Gen enthält, kann dann verwendet werden, um die erwünschte Zelllinie zu transfektieren. Standard-Transfektionsverfahren, wie z. B. Calciumphosphat-Mitfällung, DEAE-Dextran-Transfektion oder Elektroporation, können verwendet werden. Im Handel erhältliche Säugetier-Transfektionskits können z. B. von Stratagene (La Jolla, CA) erworben werden.
Eine große Vielfalt an Wirt/Expressionsvektor-Kombinationen kann verwendet werden, um das Gen, das das biologisch aktive Molekül kodiert, zu exprimieren. Geeignete Promotoren sind u. a. zum Beispiel die frühen und späten Promotoren von SV40 oder Adenovirus und andere bekannte nichtretrovirale Promotoren, die in der Lage sind, die Genexpression zu steuern. Geeignete Expressionsvektoren können zum Beispiel aus Segmenten von chromosomalen, nichtchromosomalen und synthetischen DNA-Sequenzen bestehen, wie z. B. verschiedene bekannte Derivate von Sv40 und bekannte Bakterienplasmide, z. B. pUC, pBlueScript^TM, pBR322, pCR1, pMB9, pUC, pBlue-Script^TM und deren Derivate. Die Expressionsvektoren, die die Geneticin-(G418)- oder Hygromycin-Arzneistoffselektionsgene (drug selection genes) enthalten (siehe z. B. Southern, P. J., In Vitro, 18: 315 (1981), und Southern, P. J. und Berg, P., J. Mol. Appl. Genet., 1: 327 (1982)) sind ebenfalls geeignet. Expressionsvektoren, die das Zeocin-Arzneistoffselektionsgen enthalten, sind ebenfalls umfaßt. Beispiele für im Handel erhältliche Expressionsvektoren, die verwendet werden können, sind pRC/CMV, pRC/RSV und pCDNA1NEO (InVitrogen). Die viralen Promotorbereiche solcher Vektoren, welche die Transkription der Arzneistoffselektion und der betreffenden biologischen Gene steuern, werden vorteilhafterweise durch eine der obigen Promotorsequenzen ersetzt, die nicht, wie die viralen Promotoren im ZNS, zur Herabregulierung neigen. Zum Beispiel würde der GFAP-Promotor zur Transfektion von Astrozyten und Astrozyt-Zelllinien eingesetzt werden, der TH-Promotor würde bei PC12-Zellen verwendet werden, oder der MBP-Promotor würde bei Oligodendrozyten verwendet werden.
Bei einer Ausführungsform wird der pNUT-Expressionsvektor verwendet. Siehe Baetge et al., PNAS, 83: 5454-58 (1986). Darüber hinaus kann der pNUT-Expressionsvektor derart modifiziert werden, daß die DHFR-Kodierungssequenz durch die Kodierungssequenz für G418- oder Hygromycin-Arzneistoffresistenz ersetzt wird. Der SV40-Promoter innerhalb des pNUT-Expressionsvektors kann auch durch einen beliebigen konstitutiv exprimierten Säugetier-Promotor ersetzt werden, wie zum Beispiel diejenigen, die oben erörtert wurden. Der pNUT-Vektor enthält die cDNA der Mutante DHFR und die gesamte pUC18-Sequenz, einschließlich des Polylinkers (Baetge et al., oben). Die DHFR-Transkriptionseinheit wird durch den SV40-Promotor gesteuert und an deren 3'-Ende mit dem Hepatitis-B-Virusgen-Polyadenylierungssignal (etwa 200 by 3'-nichttranslatierter Bereich) fusioniert, um effiziente Polyadenylierungs- und Maturationssignale zu gewährleisten.
Ein beliebiges geeignetes biologisch aktives Molekül kann von den eingekapselten Zellen erzeugt werden. Die ins Auge gefaßten biologisch aktiven Moleküle sind u. a. Neurotransmitter. Typischerweise sind dies kleine Moleküle (mit einem Molekulargewicht von weniger als 1000 Dalton), die als chemische Kommunikationsmittel zwischen Neuronen dienen. Solche Neurotransmitter sind u. a. Dopamin, Gamma-Aminobuttersäure (GABA), Serotonin, Acetylcholin, Noradrenalin, Epinephrin, Glutaminsäure und andere Peptid-Neurotransmitter. Ähnlich erwägen wir die Produktion von Agonisten, Analoga, Derivaten oder Fragmenten von Neurotransmittern, die aktiv sind, einschließlich zum Beispiel Bromocriptin (ein Dopamin-Agonist) und L-dopa (ein Dopamin-Vorläufer).
Andere ins Auge gefaßte biologisch aktive Moleküle sind u. a. Hormone, Cytokine, Wachstumsfaktoren, Nahrungsfaktoren, Angiogenesefaktoren, Antikörper, Blutkoagulationsfaktoren, Lymphokine, Enzyme, Analgetika und andere therapeutische Mittel oder Agonisten, Vorläufer, aktive Analoga oder aktive Fragmente davon. Diese sind u. a. Enkephaline, Catecholamine (z. B. Norepinephrin und Epinephrin), Endorphine, Dynorphin, Insulin, Faktor VIII, Erythropoietin, Substanz P, Nervenwachstumsfaktor (NGF), von Gliazellen abstammender neurotropher Faktor (GDNF), von Blutplättchen abstammender Wachstumsfaktor (PDGF), epidermaler Wachstumsfaktor (EGF), vom Gehirn abstammender neurotropher Faktor (BDNF), Neurotrophin-3 (NT-3), Neurotrophin-4/5 (NT-4/5), eine Reihe von Fibroblasten-Wachstumsfaktoren und ziliarer neurotropher Faktor (CNTF).
Alternativ können die eingekapselten Zellen ein biologisch aktives Molekül erzeugen, das auf Substanzen einwirkt, die in die Vorrichtung eingetragen werden. Zum Beispiel kann die Vorrichtung eine oder mehrere Zellen oder Substanzen enthalten, die Cholesterin oder andere unerwünschte Moleküle von dem Wirt "einfangen". In solchen Fällen stellt die Vorrichtung dem Patienten eine biologische Funktion zur Verfügung.
Bei manchen Aspekten der Erfindung ist die Zelle allogen (d. h. von einem differenten Subjekt der gleichen Art wie das Subjekt, in das sie implantiert werden soll), autolog oder syngen (d. h. vom gleichen Individuum) oder xenogen (d. h. von einem artfremden Subjekt).
Die Vorrichtungen sind zur Implantation in einen Empfänger entworfen. Der Empfänger kann ein beliebiges Tier sein, vorzugsweise ein Säugetier, besonders bevorzugt ein menschlicher Patient. Jedes beliebige geeignete operative Implantationsverfahren kann angewandt werden. Ein bevorzugtes System zur Implantation kapselförmiger Vorrichtungen ist in dem US-Patent 5 487 739 beschrieben.
Jede beliebige geeignete Implantationsstelle kann genutzt werden. Bei einer Ausführungsform ist die Behandlung von Diabetes durch Zufuhr von Insulin beabsichtigt. Bei dieser Ausführungsform ist die Implantation in die Peritonealhöhle bevorzugt.
Bei einer weiteren Ausführungsform ist die Implantation in das Zentralnervensystem (ZNS) beabsichtigt. Die Vorrichtungen dieser Erfindung können bei der Behandlung oder Prophylaxe einer breiten Vielfalt an neurologischen Erkrankungen, Störungen oder Zuständen verwendet werden. Diese sind u. a. Huntington-Krankheit, Parkinson-Krankheit, amyotrophe Lateralsklerose und Schmerz sowie Krebs oder Tumore. Geeignete Stellen im ZNS sind u. a. die Gehirnventrikel, das Parenchym, die Zerebrospinalflüssigkeit (ZSF), das Striatum, die Großhirnrinde, die Subthalamus-Kerne und der Nucleus Basalis of Maynert. Eine bevorzugte ZNS-Stelle ist die ZSF, besonders bevorzugt der Subarachnoidalraum.
Die Dosis des biologisch aktiven Moleküls kann durch ein beliebiges geeignetes Verfahren des Stands der Technik variiert werden. Dieses umfaßt die Änderung der zellulären Produktion des biologisch aktiven Moleküls, die auf eine beliebige herkömmliche Weise erreicht wird, wie z. B. das Variieren der Kopienzahl des Gens, welches das biologisch aktive Molekül in der transduzierten Zelle kodiert, oder durch Vorantreiben der Expression des biologisch aktiven Moleküls durch Verwendung eines Promotors mit höherer oder niedrigerer Effizienz, je nachdem, wie es gewünscht ist. Darüber hinaus können das Vorrichtungsvolumen und die Zellbeschickungsdichte leicht über wenigstens drei Größenordnungen variiert werden. Bevorzugte Beschickungen reichen von 10³ bis 10⁷ Zellen pro Vorrichtung. Ferner kann die Dosis durch Implantation einer geringeren oder größeren Zahl von Vorrichtungen gesteuert werden. Vorzugsweise werden ein bis zehn Vorrichtungen pro Patient implantiert.
Die folgenden Beispiele sind zum besseren Verständnis dieser Erfindung angegeben. Diese Beispiele dienen nur zur Veranschaulichung und sollen nicht als den Umfang dieser Erfindung in irgendeiner Weise einschränkend aufgefaßt werden.
BEISPIELE
Beispiel 1 PC12-Zellen, eingekapselt in Hohlfasermembranen mit einem Polyvinylalkohol(PVA)-Schaumgerüst
Verfahren zur Herstellung von Schaum und Hohlfaser
Permselektive Hohlfasern wurden unter Verwendung des Naß-Trocken-Spinnverfahrens von Cabasso, Encyclopedia of Chemical Technology, 12: 492–517 (1980) hergestellt. Die asymmetrischen Hohlfasern wurden aus 12,5% Polyacrylonitrilpolyvinylchlorid (PAN/VC)-Copolymer in Dimethylsulfoxid(DMSO)-Lösungsmittel (Gew./Gew.) gegossen. Durch Anwendung dieses Verfahrens wurden einhäutige Fasern erzeugt. Die Hohlfasern wurden in ein Nichtlösungsmittel-Wasserbad gesponnen, über Nacht mit 25%igem Glycerin getränkt, dann getrocknet. Bei diesem Satz Versuche waren die verwendeten Hohlfasermembrane ein einhäutiges PAN/PVC-Copolymer mit einem Innendurchmesser von 680 μm und einer Wanddicke von 85 μm.
Mehrere im Handel erhältliche PVA-Schwämme wurden zur Bildung des Schaumgerüstes in den Vorrichtungen dieser Erfindung verwendet. Dies umfaßte PVA-Schaumschwämme der folgenden Hersteller:

(1) #D-3 PVA von Rippey Corp. (Kanebo). Dieser Schaum hat eine mittlere Porengröße von 60 μm, eine scheinbare relative Dichte von 0,094 g/cm³, eine Reißfestigkeit von 5,9 kg/cm², und er erweicht beim Aufnehmen von Wasser, wobei er leicht aufquillt. Siehe "PVA Sponge Material Technical Manual", Rippey Corp.
(2) PVA-Schaum von Unipoint Industries, Inc. (Thomasville, NC) mit im wesentlichen ähnlichen Eigenschaften wie der Rippey-Schaum. Dieser Schaum ist in dem US-Patent 2 609 347 beschrieben.
(3) PVA-Schaum von Ivalon Inc. (San Diego) mit im wesentlichen ähnlichen Eigenschaften wie der Rippey-Schaum.

Zum Einkapseln in Hohlfasermembranen (HFM) schnitten wir die Schäume mit einem Mikrotom in rechteckige "Streichholzstifte" oder bohrten daraus mit Stahl-Mikroborern Zylinder. Diese Schaumzylinder werden so gebohrt, daß sie (wenn sie trocken sind) Durchmesser haben, die etwa 50–100 Mikrometer kleiner sind als die der verwendeten Hohlfasermembrane. Die Länge betrug etwa 1 cm.
Die PVA-Schaumzylinder wurden mit dem von der menschlichen Plazenta stammenden Typ-IV-Kollagen (Sigma Chemical, #C5533) überzogen, indem sie über Nacht mit einer 1 mg/ml Kollagenlösung, hergestellt in PBS-Puffer, getränkt wurden. Die Schäume wurden anschließend aus der Kollagenlösung entfernt, und man ließ sie unter einer UV-Lampe in einer Laminarströmungshaube vollständig trocknen.
Die Schaumzylinder wurden anschließend vor der Sterilisation und Zellbeschickung in Hohlfasermembrane eingesetzt. Eine Septum-Nabenvorrichtung mit einer Öffnung zur Zellbeschickung wurde an den Schaum/HFM-Verbund befestigt. Eine solche Nabenvorrichtung wird z. B. von Mills et al. (WO 94/01203) beschrieben. Die Schaum/HFM-Verbundvorrichtung wurde durch Tränken in Ethanol oder alternativ durch Ethylenoxid(ETO)-Gassterilisation sterilisiert.
PVA-Schäume dehnen ihr Volumen um etwa 20% aus, wenn sie angefeuchtet werden. Daher wurde das Zellmedium zunächst vor der Beschickung mit Zellen in das Lumen der Faser injiziert, um den Schaum ausreichend zu befeuchten, um das Lumen aufzufüllen und den Spalt zwischen dem Schaum und der Membran zu beseitigen.
Bei diesem Versuch verwendeten wir PC12-Zellen. Die PC12-Haftzellen wurden abgeschabt, um sie aus den Kultivierkolben zu entfernen. Die Zellen wurden wieder in Medium suspendiert und durch 2minütiges Zentrifugieren bei 1000 U/Minute pelletisiert. Anschließend wurden die Zellen wieder in Medium bis zu einer Endkonzentration von 50000 Zellen/μl suspendiert.
Wir verglichen Vorrichtungen mit internen Schaumgerüsten dieser Erfindung mit Vorrichtungen des Stands der Technik mit einem Hydrogelmatrixkern. Die Zellen wurden in 1 cm lange Hohlfaservorrichtungen gegeben, wobei eine Hamilton-Glasspritze verwendet wurde. Die Schaumgerüstvorrichtungen beschickten wir mit 2 μl in Medium suspendierten Zellen. Die Hydrogelmatrixkernvorrichtungen des Stands der Technikbeschickten wir mit 2 μl einer Zell/Chitosan-Aufschlämmung (2% Chitosan-Lösung vor der 1 : 2-Verdünnung mit Zellsuspension).
Nach der Zellbeschickung wurde das Septum der Beschickungsnabe abgebrochen und die Zugangsöffnung mit einem leicht gehärteten Acrylat (Luxtrak LCM 24, ICI Resins US, Wilmington, MA) verschlossen.
Die folgenden Hohlfaser-Einkapselungsvorrichtungen wurden auf die obige Weise hergestellt:

(1) Chitosanmatrix mit einer Zelldichte von 50000 Zellen/μl.
(2) PVA-Schaummatrix mit einer Zelldichte von 100000 Zellen/μl.

Die Vorrichtungen wurden 6 Wochen lang in vitro gehalten. Die zellbeschickten Einkapselungsvorrichtungen wurden in einem 37°C-Befeuchtungsinkubator gehalten und das Zellmedium 3mal pro Woche ergänzt.
Die Zellwachstumsrate wurde wöchentlich mittels eines Alamar-Blue^®-Assays gemessen. Das Alamar-Blue-Assay ist eine quantitative Messung der Proliferation menschlicher und tierischer Zelllinien, das einen fluorometrischen/kolorimetrischen Wachstumsindikator auf der Basis der Detektion von metabolischer Aktivität umfaßt. Die Alamar-Daten (1) zeigen, daß die Zellproliferation in Vorrichtungen mit PVA-Schaummatrix im Verlauf des Versuchs sich dramatisch verlangsamte, verglichen mit einem etwa linearen Anstieg mit der Zeit, der bei den Chitosanmatrixvorrichtungen beobachtet wurde. Am Endpunkt des Versuchs war die Anzahl der Zellen in den Vorrichtungen des Stands der Technik fast doppelt so hoch wie die in den Schaumgerüstvorrichtungen dieser Erfindung, bezogen auf die Alamar-Daten.
Die eingekapselten Zellen wurden wöchentlich auf basale und durch Kalium hervorgerufene Catecholamin-Freisetzung getestet. Wie 2 zeigt, zeigt die basale L-dopa-Freisetzung, daß die Zellen in den Schaumgerüstvorrichtungen mehr Catecholamine erzeugten als die Zellen, die in den Chitosanmatrixvorrichtungen eingekapselt waren, insbesondere am Endpunkt des Versuchs.
Repräsentative Vorrichtungen wurden nach 2 Wochen fixiert und geschnitten und mit Hämatoxylin und Eosin eingefärbt; alle restlichen Vorrichtungen wurden nach 6 Wochen fixiert und eingefärbt. Die Histologieschnitte zeigten, daß die PC12-Zellen, die in einer PVA-Schaummatrix einkapselt sind, eine überwiegend abgeflachte differenzierte Morphologie besitzen. Im Gegenzug dazu hatten die PC12-Zellen in den Chitosanmatrixvorrichtungen eine eher gerundete Morphologie.
Nach 2 Wochen in vitro wurden in den Chitosanmatrixvorrichtungen große Zellcluster beobachtet. Im Gegenzug dazu waren die PVA-Matrixvorrichtungen überwiegend in Monoschichten innerhalb der Schaumporen abgeflacht und besaßen eine hervorragende Verteilung innerhalb der Hohlfasermembran.
Nach 6 Wochen in vitro wiesen die Chitosanmatrixvorrichtungen große nekrotische Kerne auf. Im Gegensatz dazu wiesen die PVA-Schaumvorrichtungen nach 5 Wochen ein paar kleine nekrotische Bereiche auf; diese Nekrosebereiche in den Schaumvorrichtungen waren jedoch nicht in der Mitte der Vorrichtung konzentriert, sondern statistisch in der Vorrichtung verteilt.
Beispiel 2 PC12-Zellen, eingekapselt in Hohlfasermembranen mit PVA-Schaummatrix, implantiert in einen Nagetier-Wirt.
Zusätzlich zu dem obigen In-vitro-Beispiel wurden Vorrichtungen auch in Nagetier-Wirte (Sprague-Dawley-Ratten) implantiert, um die Invivo-Leistung der Schaumgerüstvorrichtungen, verglichen mit den Matrixkernvorrichtungen des Stands der Technik, zu untersuchen.
Die Vorrichtungen wurden in das Striatum im Gehirn implantiert. Die Vorrichtungen wurden bilateral implantiert, wobei jeder Wirt eine PVA-Schaumvorrichtung und eine Chitosanmatrixvorrichtung erhielt, die beide mit PC12-Zellen beschickt waren. Die Vorrichtungen wurden wie in Beispiel 1 hergestellt, außer mit den folgenden Zellbeschickungsdichten:

(1) Ausgefällte Chitosanmatrix mit einer Zelldichte von 50000 Zellen/μl.
(2) PVA-Schaummatrix mit einer Zelldichte von 50000 Zellen/μl.
(3) Ausgefällte Chitosanmatrix mit einer Zelldichte von 100000 Zellen/μl.
(4) PVA-Schaummatrix mit einer Zelldichte von 100000 Zellen/μl.

Die eingekapselten Zellen wurden auf die basal- und durch Kalium hervorgerufene Catecholaminfreisetzung eine Woche nach der Einkapselung (vor der Implantation) und unmittelbar nach der Explantation getestet. Die Ergebnisse sind in den 3 und 4 gezeigt.
Die Zellenanzahl (angegeben als durch K⁺ hervorgerufene Dopaminfreisetzung) schien in den PVA-Schaumvorrichtungen sowohl für anfängliche Zellbeschickungen mit hoher Dichte (100000 Zellen/μl) als auch mit niedriger Dichte (50000 Zellen/μl) relativ konstant zu bleiben. Im Gegensatz dazu nahm die K⁺-Dopaminsekretion in den Chitosanmatrixvorrichtungen des Stands der Technik bei den Vorrichtungen mit hoher Dichte dramatisch ab. Siehe 4. Eine Erklärung dafür kann sein, daß in diesen Vorrichtungen innerhalb der 1wöchigen Halteperiode vor der Implantation die Obergrenze der Zellenanzahl, die sie halten können, erreicht wurde. Die K⁺-Dopaminsekretionsdaten legen auch nahe, daß die Anzahl der Zellen in den mit geringer Dichte beimpften Chitosanvorrichtungen bei der Explantation noch immer zunahm.
Diese In-vivo-Ergebnisse stehen mit den in Beispiel 1 angegebenen In-vitro-Entdeckungen im Einklang.
Beispiel 3 BHK-hCNTF-Zellen, eingekapselt in Hohlfasermembranen mit PVA-Schaummatrix und zell-nichtpermissivem Hydrogel.
Bei diesem Versuch wurden Babyhamsternierenzellen (BHK-Zellen), die transfektiert worden waren, um menschlichen ziliaren neurotrophen Faktor (hCNTF) abzusondern, eingekapselt. Ein pNUT-hCNTF-TK-Gebilde wurde unter Verwendung eines calciumphosphatvermittelten Standard-Transfektionsverfahrens in BHK-Zellen eingebaut, wie es von Baetge et al. (WO 95/05452) beschrieben wurde. Die Zellen wurden in DMEM mit 10% fötalem Rinderserum und 2 mM L-Glutamin kultiviert, mit Trypsin geerntet und als eine Einzelzellensuspension in PC1-Medium zur Einkapselung wieder suspendiert. Die Zellen wurden wie in Beispiel 1 beschrieben in den Vorrichtungen, die die PVA-Schaummatrix enthielten, eingekapselt.
Nach dem Beschicken der PVA-Schaumvorrichtungen (die wie in Beispiel 1 beschrieben gebaut waren) mit 2 μl Zellsuspension in Medium wurden die Poren der Schäume mit 2% Natriumalginat, hergestellt in calcium- und magnesiumfreier HBSS-Lösung, gefüllt, dann 5 Minuten lang mit 1%igem Calciumchlorid vernetzt. Das Alginatgel liefert einen zellnichtpermissiven Bereich, wobei die Zellen flach gegen die Wände des Schaums gedrückt bleiben, was das Agglomerieren der Zellen verhindert.
Beispiel 4 Mäuse-C₂C₁₂-Myoblastzellen, eingekapselt in Hohlfasermembranen mit PVA-Schaummatrix.
Bei diesem Beispiel wurden C₂C₁₂-Myoblastzellen in schaumgerüsthaltigen Vorrichtungen wie in Beispiel 1 beschrieben hergestellt. Die C₂C₁₂-Myoblastzellen wurden in DMEM-Medium mit 10%igem fötalem Rinderserum kultiviert. Die Zellen wurden wie in Beispiel 1 in Hohlfasermembrane in PC1-Medium beschickt. Die Differenzierung von Myoblasten in den postmitotischen Zustand nach der Einkapselung erfolgte durch Eliminierung von Serum aus dem Aufbewahrungsmedium.
Beispiel 5 Neurale Stammzellen, eingekapselt in Hohlfasermembranen mit Polyethylenschaummatrix
Polyethylenschaumstäbe, gebildet aus gesinterten Kügelchen aus Niederdruckpolyethylen (HDPE) (Porex^®), mit einer mittleren Porengröße im Bereich von 30–60 μm wurden durch ein Tauchbeschichtungsverfahren mit einer permselektiven PAN/PVC-Membran zusammengesetzt. Die Schaumstäbe wurden mit PAN/PVC, gelöst in DMSO-Lösungsmittel (12,5 Polymer Gew./Gew. in DMSO), tauchbeschichtet und phaseninvertiert, um die Membran zu bilden, indem sie in ein Nichtlösungsmittel-Wasserbad getaucht wurden. Die Schaumstabvorrichtungen mit äußeren PAN/PVC-Membranüberzügen wurden durch Eintauchen in Ethanol sterilisiert. Die Schaumstäbe wurden anschließend mit Polornithin überzogen, um die Zelladhäsion des Schaummaterials zu verbessern, bevor die Vorrichtungen mit Zellen beimpft wurden.
Bei diesem Versuch wurden neurale Stammzellen, die von Mäusen abstammen, (siehe Richards et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89: 8591-8595 (1992)) eingekapselt. Die Zellen wurden in die obigen zusammengesetzten Schaumstab/Membran-Vorrichtungen gegeben und in vitro gehalten. Die Lebensfähigkeit und die Verteilung der Zellen wurden eine Woche und drei Wochen nachher durch Einfärben mit Fluoresceindiacetat/ Propidiumiodid (FDA/PI) untersucht, und es wurde gefunden, daß sie hervorragend sind (70–90%). Im Gegensatz dazu war die Lebensfähigkeit muriner Stammzellen in Vitrogen^®-Hydrogelmatrixvorrichtungen bedeutend niedriger (etwa 50%).
Beispiel 6 C₂C₁₂-Myoblastzellen, eingekapselt in Hohlfasermembranen mit Polyurethanschaummatrix.
Bei diesem Versuch wurde ein Polyurethanschaumgerüst im Lumen einer vorgeformten 0,2-μm-Polyethersulfon-Hohlfasermembran (AG Tech, MA) erzeugt. Ein Polyurethanschaumgerüst wurde innerhalb der Hohlfasermembran unter Verwendung eines Polyurethan-Vorpolymers (Hypol^TM, Hampshire Chemical Corp., Lexington, MA) gebildet. Der Schaum wurde gemäß den Anweisungen des Herstellers hergestellt. Kurz gesagt, wurde der Schaum durch die Reaktion eines linearen, mit OH endenden Polymers mit einem Überschuß an Diisocyanat gebildet, was zu einem mit Isocyanat endenden Polymer führte, das reich an Polyoxyethylen ist. Als es mit einem wäßrigen Additiv umgesetzt wurde, bildete dieses ein unlösliches biokompatibles Elastomer. Der erste Schritt bei der Reaktion zwischen dem Polyisocyanat und der Polyhydroxyverbindung führt zu der instabilen Bildung einer Carbaminsäure. Diese Säure zersetzt sich dann in Amin und CO₂. Wenn die Reaktion fortschreitet, bilden die Amin- und Isocyanatketten Harnstoffgruppen. Das erzeugte CO₂-Gas bildet die erwünschten offenzelligen Schaumstrukturen des Matrixmaterials. Ein Tensid kann zu der wäßrigen Lösung hinzugegeben werden, um die Porenbildung zu erleichtern. Bei diesem Beispiel wurde das vom Hersteller gelieferte Tensid verwendet.
Sobald das Schaummaterial in den Hohlfasermembranen polymerisiert war, schnitten wir die Membran auf und bildeten Einkapselungsvorrichtungen durch Zugabe einer Septum-Beschickungsnabe (wie in Beispiel 1 beschrieben).
Die C₂C₁₂-Myoblastzellen (20 μl einer 20000-Zellen/μl-Suspension) wurden mit einer Hamilton-Spritze in die Hohlfasermembranvorrichtungen mit Polyurethanschaumgerüst im Lumen gegeben. Die Vorrichtungen wurden sofort aufgeschnitten und mit MTT-Zellentwicklungsfarbstoff eingefärbt, um die Lebensfähigkeit und die Zellverteilung sichtbar zu machen. Es wurde gefunden, daß die Zellverteilung über eine Länge von 1,5 cm hervorragend war. Dies zeigte, daß die gebildete Porenstruktur ausreichend zusammenhängend war, um eine Infusion von Zellen entlang der Länge der Hohlfasermembranvorrichtung zu ermöglichen.
Beispiel 7 Weitere Zellen, eingekapselt in einer Schaummatrix
Weitere Zelleinkapselungsvorrichtungen wurden mit weiteren Zelltypen, die verschiedene biologisch aktive Moleküle absondern, gemäß den Verfahren von Beispiel 1 erzeugt.
C₂C₁₂-Myoblastzellen wurden transformiert, um ziliaren neurotrophen Faktor (CNTF), Neurotrophin 4/5 (NT-4/5), sowohl CNTF als auch NT-4/5 und von Gliazellen abstammenden neurotrophen Faktor (GDNF) zu erzeugen, wobei Verfahren verwendet wurden, wie sie im wesentlichen in Beispiel 3 beschrieben sind. Hohlfaservorrichtungen mit einem PVA-Schaummatrixkern, die solche Zellen enthalten, wurden auf eine wie in Beispiel 1 beschriebene Weise hergestellt. Die Vorrichtungen wurden in Schweine und Schafe implantiert. Insgesamt zeigten die Vorrichtungen eine gute Zell-Lebensfähigkeit und einen guten Ausstoß von biologisch aktiven Molekülen, und verglichen mit anderen Zelleinkapselungsvorrichtungen (nicht für alle Versuche wurde ein Vergleich durchgeführt), war die Leistung der Schaumgerüstvorrichtungen besser (bei diesen Kriterien) als die von anderen Vorrichtungen mit einem flüssigen Kern oder einem Kollagenkern.
Ovarialzellen des chinesischen Hamsters (CHO-Zellen), die entwikkelt wurden, um in Hohlfaservorrichtungen mit einem PVA-Schaummatrixkern NT-4/5 abzusondern, wurden ebenfalls eingekapselt. Nach einem Monat in vitro zeigten diese Vorrichtungen in den definierten Medien eine hervorragende Lebensfähigkeit. Der PVA-Schaumkern steuerte die Zellproliferation 2- bis 3mal besser als Agarose oder Vitrogen. Wir wiederholten diese In-vitro-Untersuchung mit NIH-3T3-Fibroblasten und fanden eine gute Zell-Lebensfähigkeit in serumhaltigen Medien. Wir wiederholten diese In-vitro-Untersuchung auch mit humanen Vorhaut-Fibroblasten Hs27. Die vorläufigen Daten zeigen eine 2fach größere Zell-Lebensfähigkeit als bei anderen Vorrichtungen mit einem Vitrogen-Matrixkern.
Weitere Ausführungsformen werden dem Fachmann durch die obige Offenbarung vorgeschlagen.

Claims

Eine biokompatible Vorrichtung zur Implantation in einen Empfänger, enthaltend: (a) einen Kern, der ein netzförmiges Schaumgerüst mit miteinander verbundenen Poren enthält, wobei der Kern ferner eine Population lebender Zellen enthält, welche in den Poren dispergiert sind, und die Zellen in der Lage sind, ein biologisch aktives Molekül an den Empfänger abzugeben oder dem Empfänger eine biologische Funktion zur Verfügung zu stellen, (b) einen den Kern umgebenden Mantel, wobei der Mantel wenigstens eine permeable Membranoberfläche enthält, welche den Durchgang von Substanzen zwischen dem Empfänger und den Zellen durch den Mantel ermöglicht, um das biologisch aktive Molekül oder die Funktion dem Empfänger zur Verfügung zu stellen.
Die Vorrichtung nach Anspruch 1, wobei das Schaumgerüst ein Thermoplast oder ein thermoplastisches Elastomer ist.
Die Vorrichtung nach Anspruch 1, wobei das Schaumgerüst aus einem Material aus der Gruppe, bestehend aus Polysulfon, Polyethersulfon, Polyurethan und Polvinylalkohol, gebildet ist.
Die Vorrichtung nach Anspruch 1, wobei das Hohlraumvolumen des Schaumgerüsts zwischen 20 und 90% beträgt.
Die Vorrichtung nach Anspruch 1, wobei das Schaumgerüst mit einem Extrazellulärmatrix-Adhäsionsmolekül oder einem Adhäsionspeptidfragment davon beschichtet worden ist.
Die Vorrichtung nach Anspruch 5, wobei das Schaumgerüst mit einem oder mehreren Extrazellulärmatrixmolekülen aus der Gruppe, bestehend aus Collagen, Laminin, Vitronectin, Polyornithin, Fibronectin, Elastin, Glycosaminoglycanen und Proteoglycanen,
Die Vorrichtung nach Anspruch 1, wobei wenigstens ein Teil des Schaumgerüsts einem nicht-permissiven Material ausgesetzt worden ist, welches die Zellproliferation oder -migration inhibiert.
Die Vorrichtung nach Anspruch 1, wobei der Kern der Vorrichtung ferner eine zweite Population lebender Zellen enthält.
Die Vorrichtung nach Anspruch 1, wobei die Vorrichtung einen Hohlfasermantel enthält.
Die Vorrichtung nach Anspruch 1, wobei der Mantel aus einem Thermoplasten oder einem Hydrogel gebildet ist.
Ein Verfahren zur Herstellung einer implantierbaren biokompatiblen Zelleinkapselungsvorrichtung, umfassend: (a) Bildung eines Kerns, der ein netzförmiges Schaumgerüst mit miteinander verbundenen Poren enthält, wobei der Kern ferner eine Population lebender Zellen enthält, welche in den Poren dispergiert sind, und die Zellen in der Lage sind, ein biologisch aktives Molekül an den Patienten abzugeben oder dem Patienten eine biologische Funktion zur Verfügung zu stellen, (b) Bildung eines Mantels um den Kern herum, wobei der Mantel wenigstens eine permeable Membranoberfläche enthält, welche den Durchgang von Substanzen zwischen den Zellen und einem Wirt, in den die Vorrichtung implantiert ist, durch den Mantel ermöglicht, um das biologisch aktive Molekül oder die Funktion dem Wirt zur Verfügung zu stellen, (c) Abdichten des Mantels.
Ein Verfahren zur Herstellung einer implantierbaren biokompatiblen Zelleinkapselungsvorrichtung, umfassend: (a) Bildung eines Mantels, der ein permeables biokompatibles Material enthält, (b) Beladen des Mantels mit einem Kern, der ein netzförmiges Schaumgerüst mit miteinander verbundenen Poren enthält, wobei der Kern ferner eine Population lebender Zellen enthält, welche in den Poren dispergiert sind, und die Zellen in der Lage sind, ein biologisch aktives Molekül an den Patienten abzugeben oder dem Patienten eine biologische Funktion zur Verfügung zu stellen, (c) Abdichten des Mantels, wobei der Mantel wenigstens eine permeable Membranoberfläche bereitstellt, welche den Durchgang von Substanzen zwischen den Zellen und einem Wirt, in den die Vorrichtung implantiert ist, durch den Mantel ermöglicht, um das biologisch aktive Molekül oder die Funktion dem Empfänger zur Verfügung zu stellen.
Ein Verfahren zur Herstellung einer implantierbaren biokompatiblen Zelleinkapselung, umfassend: (a) Bildung eines Mantels, der ein permeables biokompatibles Material enthält, (b) Bildung eines Kerns innerhalb des Mantels, wobei der Kern ein netzförmiges Schaumgerüst mit miteinander verbundenen Poren enthält, (c) Beladen des Kerns mit einer Population lebender Zellen, wobei die Zellen in der Lage sind, ein biologisch aktives Molekül an einen Empfänger abzugeben oder einem Empfänger eine biologische Funktion zur Verfügung zu stellen, (d) Abdichten des Mantels, wobei der Mantel wenigstens eine permeable Membranoberfläche bereitstellt, welche den Durchgang von Substanzen zwischen dem Empfänger und den Zellen durch den Mantel ermöglicht, um das biologisch aktive Molekül oder die Funktion dem Empfänger zur Verfügung zu stellen.
Die Verwendung der Vorrichtung nach irgendeinem der Ansprüche 1–10 bei der Herstellung einer Vorrichtung zur Abgabe eines biologisch aktiven Moleküls oder Bereitstellung einer biologischen Funktion an einen Empfänger.
Das Verfahren nach irgendeinem der Ansprüche 11 bis 13, wobei das Schaumgerüst ein Thermoplast oder ein thermoplastisches Elastomer ist.
Das Verfahren nach irgendeinem der Ansprüche 11–13, wobei das Schaumgerüst aus einem Material gebildet wird, ausgewählt aus der Gruppe, bestehend aus Polysulfon, Polyethersulfon, Polyurethan und Polvinylalkohol.
Das Verfahren nach irgendeinem der Ansprüche 11–13, wobei das Hohlraumvolumen des Schaumgerüsts zwischen 20 und 90% beträgt.
Das Verfahren nach irgendeinem der Ansprüche 11–13, wobei das Schaumgerüst mit einem Extrazellulärmatrix-Adhäsionsmolekül oder einem Adhäsionspeptidfragment davon beschichtet worden ist.
Das verfahren nach irgendeinem der Ansprüche 11–13, wobei das Schaumgerüst mit einem oder mehreren Extrazellulärmatrixmolekülen aus der Gruppe, bestehend aus Collagen, Laminin, Vitronectin, Polyornithin, Fibronectin, Elastin, Glycosaminoglycanen und Proteoglycanen, beschichtet wird.
Das Verfahren nach irgendeinem der Ansprüche 11–13, wobei wenigstens ein Teil des Schaumgerüsts einem nicht-permissiven Material ausgesetzt wird, welches die Zellproliferation oder -migration inhibiert.
Das Verfahren nach irgendeinem der Ansprüche 11–13, wobei die Vorrichtung einen Hohlfasermantel enthält.
Das Verfahren nach irgendeinem der Ansprüche 11–13, wobei der Mantel aus einem Thermoplasten oder einem Hydrogel gebildet wird.