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Die
vorliegende Erfindung stellt Sonden bereit, welche sich aus in Arrays
auf festen Substraten immobilisierten Nukleotidanaloga zusammensetzen,
zur Analyse von molekularen Interaktionen von biologischem Interesse,
sowie Zielnukleinsäuren,
welche sich aus Nukleotidanaloga zusammensetzen. Die Erfindung betrifft daher
die molekulare Interaktion von auf festen Substraten immobilisierten
Polymeren, einschließend
verwandte chemische, biologische und medizindiagnostische Verwendungen.
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HINTERGRUND
DER ERFINDUNG
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Die
Entwicklung der "very
large scale immobilized polymer synthesis (VLSIPSTM)"-Technologie stellt vorbereitende Verfahren
zur Anordnung von großen
Anzahlen von Oligonukleotidsonden in sehr kleinen Arrays bereit.
Siehe die PCT Patentveröffentlichungen
Nrs. WO 90/15070 und 92/10092.
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Die
VLSIPSTM-Technologie bietet ein effizientes
Mittel zur Massenherstellung von miniaturisierten Oligonukleotidarrays
für die
Sequenzierung durch Hybridisierung ("sequencing by hybridization", SBH), für diagnostische
Tests auf vererbte oder somatisch erworbene genetische Krankheiten
und zur forensischen Analyse. Andere Anwendungen schließen die
Bestimmung der Sequenzspezifität
von Nukleinsäuren,
Protein-Nukleinsäure-Komplexen und anderen
Polymer-Polymer-Interaktionen ein.
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Die
EP 0 535 242 betrifft ein
Verfahren zur Bestimmung der Nukleotidsequenz von DNA durch Hybridisierung
an ein Array von Oligonukleotiden.
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Die
WO95/21265 betrifft Verfahren zur Identifizierung von Liganden in
einem Array, die an eine Zielnukleinsäure hybridisieren, die eine
sekundäre
oder tertiäre
Struktur aufweisen. Die Liganden bilden ein Array und können Oligonukleotidanaloga
beinhalten.
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Die
WO96/27680 betrifft ein Verfahren zum Nachweis von Punktmutationen
und Polymorphismen in Nukleinsäuren
durch Hybridisierung an ein Array von Nukleinsäureanaloga.
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ZUSAMMENFASSUNG
DER ERFINDUNG
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Die
vorliegende Erfindung stellt Arrays von Oligonukleotidanaloga bereit,
welche an festen Substraten gebunden sind, mit einer Dichte von
mehr als 100 Mitgliedern an bekannten Plätzen pro cm2.
Die Nukleinsäureanaloga
sind ausgewählt
um die Mismatch-Diskriminierung
und Duplexstabilität
bei Hybridisierung gegen eine Probe zu optimieren. Oligonukleotidanaloga
weisen unterschiedliche Hybridisierungseigenschaften auf als Oligonukleotide,
welche auf natürlich
vorkommenden Nukleotiden basieren. Durch die Einbeziehung von Oligonukleotidanaloga
in die Arrays der Erfindung wird die Hybridisierung an eine Zielnukleinsäure optimiert.
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Die
Oligonukleotidanaloga-Arrays weisen praktisch jede beliebige Anzahl
unterschiedlicher Mitglieder auf, welche größtenteils durch die Anzahl
oder Vielfalt der in einer gegebenen Anwendung gegen den Array zu
screenenden Verbindungen bestimmt wird. In einer Gruppe von Ausführungsformen
weist der Array von 10 bis zu 100 Oligonukleotidanaloga-Mitglieder
auf. In anderen Gruppen von Ausführungsformen
weisen die Arrays zwischen 100 und 10.000 Mitglieder auf, und in
wieder anderen Ausführungsformen
weisen die Arrays zwischen 10.000 und 1.000,0000 Mitglieder auf.
In bevorzugten Ausführungsformen
wird der Array eine Dichte von mehr als 100 Mitgliedern an bekannten
Orten pro cm2 aufweisen, oder mehr bevorzugt
mehr als 1.000 Mitglieder pro cm2. In manchen
Ausführungsformen
weisen die Arrays eine Dichte von mehr als 10.000 Mitgliedern pro
cm2 auf.
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Das
Substrat, auf dem der Array aufgebaut ist, schließt jegliches
Material ein, auf dem Oligonukleotidanaloga in einer definierten
Beziehung zueinander gebunden sind, so wie Kügelchen, Arrays und Objektträger. Besonders
bevorzugte Oligonukleotidanaloga des Arrays haben eine Länge von
zwischen ca. 5 und ca. 20 Nukleotiden, Nukleotidanaloga oder einer
Mischung daraus.
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In
einer Gruppe von Ausführungsformen
werden Nukleosidanaloga, welche in die Oligonukleotidanaloga des
Arrays einbezogen sind, die folgende chemische Formel aufweisen:
wobei R
1 und
R
2 unabhängig
voneinander ausgewählt
werden aus der Gruppe bestehend aus Wasserstoff, Methyl, Hydroxy,
Alkoxy (beispielsweise Methoxy, Ethoxy, Propoxy, Allyloxy und Propargyloxy),
Alkylthio, Halogen (Fluor, Chlor und Brom), Cyano und Azido, und
wobei Y ein heterozyklischer Rest ist, beispielsweise eine Base
ausgewählt
aus der Gruppe bestehend aus Purinen, Purinanaloga, Pyrimidinen,
Pyrimidinanaloga, universelle Basen (beispielsweise 5-Nitroindol)
oder anderen Gruppen oder Ringsystemen, welche in der Lage sind,
eine oder mehrere Wasserstoffbrückenbindungen
mit entsprechenden Resten oder alternierenden Strängen innerhalb
einer doppel- oder dreisträngigen
Nukleinsäure
oder eines Nukleinsäureanalogons
zu bilden, oder andere Gruppen oder Ringsysteme, welche in der Lage
sind, basenstapelnde Interaktionen mit ihrem nächsten Nachbarn innerhalb eines
doppel- oder dreisträngigen Komplexes
auszubilden.
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In
anderen Ausführungsformen
sind die Oligonukleotidanaloga nicht aus Nukleosiden konstruiert,
sondern sind aufgrund struktureller Ähnlichkeiten zwischen dem Oligonukleotidanalogon
und einer natürlich
vorkommenden Nukleinsäure
in der Lage, an Nukleinsäuren
in Lösung
zu binden. Ein Beispiel für
ein solches Oligonukleotidanalogon ist eine Peptidnukleinsäure oder
Polyamidnukleinsäure,
in welcher Basen, welche durch Wasserstoffbrücken an eine Nukleinsäure binden,
an ein Polyamidrückgrat
gebunden werden.
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Die
vorliegende Erfindung stellt ebenfalls Zielnukleinsäuren bereit,
welche an Oligonukleotidarrays hybridisiert sind. In den Zielnukleinsäuren der
Erfindung sind die Nukleotidanaloga in die Zielnukleinsäure integriert,
was die Hybridisierungseigenschaften der Zielnukleinsäure an ein
Array von Oligonukleotidsonden verändert. Typischerweise umfassen
die Oligonukleotidsondenarrays auch Nukleotidanaloga.
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Typischerweise
werden die Zielnukleinsäuren
durch die Bereitstellung eines Nukleotidanalogons als Reagens während des
enzymatischen Kopiervorgangs einer Nukleinsäure synthetisiert. Beispielsweise
werden Nukleotidanaloga unter Verwendung von taq-Polymerase in einer
PCR-Reaktion in Polynukleinsäureanaloga
integriert. Daher wird eine Nukleinsäure, welche eine zu analysierende
Sequenz enthält,
typischerweise in einem PCR- oder RNA-Amplifizierungsverfahren mit
Nukleotidanaloga amplifiziert und das daraus resultierende Zielnukleinsäureanalogon-Amplicon
wird an ein Nukleinsäureanalogon-Array
hybridisiert.
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Oligonukleotidanalogon-Arrays
und Zielnukleinsäuren
setzen sich gegebenenfalls zusammen aus Oligonukleotidanaloga, welche
gegen Hydrolyse oder Abbau durch Nuklease-Enzyme wie RNAase A resistent sind.
Dies hat den Vorteil, dass die Lebensdauer von Array oder Zielnukleinsäure verlängert wird,
indem es/sie gegen enzymatischen Abbau resistent gemacht wird. Beispielsweise
sind 2'-O-Methyloligoribonukleotide
umfassende Analoga resistent gegen RNAase A.
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Oligonukleotidanalogon-Arrays
werden gegebenenfalls als Bibliotheken angeordnet, um Verbindungen
auf erwünschte
Eigenschaften zu screenen, so wie die Fähigkeit, ein spezifiziertes
Oligonukleotidanalogon oder eine Oligonukleotidanaloga enthaltende
Struktur zu binden. Die Bibliotheken schließen ebenfalls Oligonukleotidanalogon-Mitglieder
ein, welche konformationsbeschränkte
Sonden bilden, so wie einmolekulare doppelsträngige Sonden oder einmolekulare
doppelsträngige
Sonden, welche eine relevante dritte chemische Struktur präsentieren.
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Beispielsweise
schließt
der Array aus Oligonukleotidanaloga gegebenenfalls eine Vielzahl
von verschiedenen Mitgliedern ein, wobei jedes Mitglied die Formel
Y-L1-X1-L2-X2 hat, wobei Y
ein festes Substrat ist, X1 und X2 komplementäre Oligonukleotide sind, welche
mindestens ein Nukleotidanalogon enthalten, L1 ein Spacer
ist und L2 eine verknüpfende Gruppe von ausreichender
Länge ist,
so dass X1 und X2 ein
doppelsträngiges
Oligonukleotid bilden.
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Ein
Array von solchen Mitgliedern umfasst eine Bibliothek von einmolekularen
doppelsträngigen
Oligonukleotidanaloga. In einer anderen Ausführungsform sind die Mitglieder
des Arrays aus Oligonukleotiden so angeordnet, dass sie in den Oligonukleotidanaloga-Sonden
des Arrays einen relevanten Rest präsentieren. Beispielsweise sind
die Arrays gegebenenfalls konformationsbeschränkt und haben die Formel -X11-Z-X12, wobei X11 und X12 komplementäre Oligonukleotide
oder Oligonukleotidanaloga sind und Z eine die relevante Bindungsstelle
umfassende chemische Struktur ist.
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Oligonukleotidanaloga-Arrays
werden auf einem festen Substrat durch eine Vielzahl von Verfahren synthetisiert,
einschließend
die lichtgesteuerte chemische Kopplung und selektives Fließen synthetischer
Reagenzien über
Abschnitte des festen Substrats. Das feste Substrat wird durch die
Behandlung mit geeigneten Reagenzien für die Synthese oder Bindung
von Oligonukleotiden vorbereitet. Beispielsweise wird Glas durch eine
Behandlung mit Silanreagenzien vorbereitet.
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Die
vorliegende Erfindung stellt Verfahren zur Bestimmung, ob ein relevantes
Molekül
Mitglieder des Oligonukleotidanaloga-Arrays bindet, bereit. Beispielsweise
wird in einer Ausführungsform
ein Zielmolekül
an das Array hybridisiert und das daraus resultierende Hybridisierungsmuster
bestimmt. Das Zielmolekül
schließt ein:
genomische DNA, cDNA, ungespleißte
RNA, mRNA und rRNA, Nukleinsäureanaloga,
Proteine und chemische Polymere. Die Zielmoleküle werden gegebenenfalls vor
der Hybridisierung an das Array amplifiziert, beispielsweise durch
PCR, LCR oder Klonierungsverfahren.
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Die
Oligonukleotidanaloga-Mitglieder des in den oben genannten Verfahren
verwendeten Arrays werden mit jedem beliebigen beschriebenen Verfahren
zur Herstellung von Arrays synthetisiert. In einer Ausführungsform
werden die Oligonukleotidanaloga-Mitglieder an das feste Substrat
gebunden oder sie werden mittels lichtgesteuerter "very large scale
immobilized polymer synthesis" synthetisiert,
beispielsweise unter Verwendung von photo-entfernbaren schützenden
Gruppen während
der Synthese.
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In
einer anderen Ausführungsform
werden die Oligonukleotidmitglieder an das feste Substrat gebunden
durch die Bildung einer Vielzahl von angrenzend an der Oberfläche des
Substrats gelegenen Kanälen, durch
Platzierung ausgewählter
Monomere in besagten Kanälen,
um die Oligonukleotidanaloga an vorbestimmten Abschnitten der ausgewählten Regionen
zu synthetisieren, wobei die Abschnitte der ausgewählten Regionen
Oligonukleotidanaloga umfassen, welche sich von Oligonukleotidanaloga
in wenigstens einer der ausgewählten
Regionen unterscheiden, und durch Wiederholung der Schritte mit
den entlang eines zweiten Abschnitts der ausgewählten Regionen gebildeten Kanälen. Das
feste Substrat besteht aus jeglichem geeigneten Material, wie oben
beschrieben, einschließend
Kügelchen,
Objektträger
und Arrays, welche jeweils aus beispielsweise Silan, Polymeren und
Glas bestehen.
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DEFINITIONEN
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Ein "Oligonukleotid" ist eine Nukleinsäuresequenz,
welche sich aus zwei oder mehr Nukleotiden zusammensetzt. Ein Oligonukleotid
wird gegebenenfalls aus natürlichen
Quellen gewonnen, wird aber oft chemisch synthetisiert. Es ist von
beliebiger Größe.
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Ein "Oligonukleotidanalogon" bezeichnet ein Polymer
mit zwei oder mehr monomeren Untereinheiten, wobei die Untereinheiten
einige strukturelle Eigenschaften mit einem natürlich vorkommenden Oligonukleotid gemeinsam
haben, welche es erlauben, dass das Oligonukleotidanalogon mit einem
natürlich
vorkommenden Oligonukleotid in Lösung
hybridisiert. Beispielsweise werden zu der Ribose oder der Base
eines Nukleosids gegebenenfalls strukturelle Gruppen hinzugefügt zur Integration
in ein Oligonukleotid, so wie eine Methyl- oder Allylgruppe an der
2'-O-Position auf
der Ribose, oder eine Fluorgruppe, welche die 2'-O-Gruppe substituiert, oder eine Bromgruppe
auf der Ribonukleosidbase.
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Die
Phosphodiesterverbindung, oder das "Zucker-Phosphat-Rückgrat" des Oligonukleotidanalogons wird substituiert
oder modifiziert, beispielsweise mit Methylphosphonaten oder O-Methylphosphaten.
Ein anderes Beispiel für
ein Oligonukleotidanalogon für
die Zwecke dieser Offenbarung schließt "Peptidnukleinsäuren" ein, in welchen native oder modifizierte
Nukleinsäurebasen
an einem Polyamidrückgrat
gebunden sind.
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Gegebenenfalls
umfassen Oligonukleotidanaloga eine Mischung aus natürlich vorkommenden
Nukleotiden und Nukleotidanaloga. Jedoch wird ein Oligonukleotid,
welches sich ausschließlich
aus natürlich
vorkommenden Nukleotiden zusammensetzt (d.h. solche Nukleotide,
welche DNA oder RNA umfassen), mit der Ausnahme einer schützenden
Gruppe am Ende des Oligonukleotids, so wie eine während der
standardmäßigen Nukleinsäuresynthese
verwendete schützende
Gruppe, nicht als ein Oligonukleotidanalogon für die Zwecke der vorliegenden
Erfindung betrachtet.
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Ein "Nukleosid" ist ein Pentoseglykosid,
in welchem das Aglykon eine heterozyklische Base ist; durch Hinzufügen einer
Phosphatgruppe wird die Verbindung zu einem Nukleotid. Die bedeutendsten
biologischen Nukleoside sind β-Glykosidderivate
der D-Ribose oder der D-2-Desoxyribose.
Nukleotide sind Phosphatester von Nukleosiden, welche aufgrund der
Hydroxygruppen auf dem Phosphat in Lösung im Allgemeinen sauer sind.
Die Nukleoside von DNA und RNA sind über Phosphateinheiten, welche
and der 3'-Position
einer Pentose und der 5'-Position
der benachbarten Pentose gebunden sind, miteinander verbunden. Nukleotidanaloga und/oder
Nukleosidanaloga sind Moleküle
mit strukturellen Ähnlichkeiten
gegenüber
den natürlich
vorkommenden Nukleotiden oder Nukleosiden, wie oben im Zusammenhang
mit Oligonukleotidanaloga ausgeführt.
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Ein
in der standardmäßigen automatisierten
Oligonukleotidsynthese verwendetes "Nukleinsäurereagens" trägt üblicherweise
ein geschütztes
Phosphat am 3'-Hydroxyl
der Ribose. Daher werden Nukleinsäurereagenzien als Nukleotide,
Nukleotidreagenzien, Nukleosidreagenzien, Nukleosidphosphate, Nukleosid-3'-Phosphate, Nukleosidphosphoramidite,
Phosphoramidite, Nukleosidphosphonate, Phosphonate und dergleichen
bezeichnet. Es wird allgemein als bekannt vorausgesetzt, dass Nukleotidreagenzien
einen reaktiven oder aktivierbaren Phosphoryl- oder Phosphonylrest
tragen, um eine Phosphodiesterverbindung zu bilden.
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Eine "Schutzgruppe", wie hierin verwendet,
bezieht sich auf jede der Gruppen, die dazu bestimmt sind, eine
reaktive Stelle in einem Molekül
zu blockieren während
eine chemische Reaktion an einer anderen Stelle durchgeführt wird.
Noch genauer handelt es sich bei den hierin verwendeten schützenden
Gruppen gegebenenfalls um jede beliebige der Gruppen, die in Greene,
et al., Protective Groups In Organic Chemistry, 2nd Ed., John Wiley & Sons, New York,
NY, 1991.
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Die
korrekte Auswahl von schützenden
Gruppen für
eine bestimmte Synthese wird durch die Gesamtheit der in der Synthese
verwendeten Verfahren bestimmt. Beispielsweise sind bei der hierin
besprochenen "lichtgesteuerten
Synthese" die schützenden
Gruppen photolabile schützende
Gruppen, so wie NVOC, MeNPoc und jene, die in der ebenfalls anhängigen Anmeldung
WO94/10128 (eingereicht am 22. Oktober 1993). Bei anderen Verfahren
werden die schützenden
Gruppen durch chemische Verfahren entfernt und schließen Gruppen
wie FMOC, DMT und andere dem Fachmann bekannte Gruppen ein.
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Ein "Purin" ist ein generischer
Ausdruck, welcher auf der spezifischen Verbindung "Purin" basiert, welche
eine von der Fusion eines Pyrimidinrings und eines Imidazolrings
abgeleitete Skelettstruktur aufweist. Der Begriff wird im allgemeinen,
und hierin, verwendet, um eine generische Klasse von Verbindungen
zu beschreiben, zu deren parentaler Purinverbindung ein Atom oder
eine Gruppe von Atomen hinzugefügt
wird, so wie die in den natürlich
vorkommenden Nukleinsäuren
Adenin (6-Aminopurin) und Guanin (2-Amino-6-Oxopurin), oder in weniger
häufig
vorkommenden Molekülen
so wie dem 2-Amino-Adenin, N6-Methyladenin
oder 2-Methylguanin, vorzufindenden Basen.
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Ein "Purinanalogon" besitzt einen heterozyklischen
Ring mit strukturellen Ähnlichkeiten
zu einem Purin, in welchem ein Atom oder eine Gruppe von Atomen
für ein
Atom in dem Purinring substituiert wird. Beispielsweise werden in
einer Ausführungsform
ein oder mehrere N-Atome des heterozyklischen Purinrings durch C-Atome
ersetzt.
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Ein "Pyrimidin" ist eine Verbindung
mit einer spezifischen heterozyklischen Diazinringstruktur, wird
jedoch vom Fachmann und hierin generisch verwendet, um jegliche
Verbindung zu bezeichnen, welche einen 1,3-Diazinring mit geringfügigen Hinzufügungen aufweist,
so wie die gebräuchlichen
Nukleinsäurebasen
Cytosin, Thymin, Uracil, 5-Methylcytosin und 5-Hydroxymethylcytosin oder das nicht
natürlich
vorkommende 5-Bromuracil.
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Ein "Pyrimidinanalogon" ist eine Verbindung
mit struktureller Ähnlichkeit
zu einem Pyrimidin, in welchem eines oder mehrere Atome im Pyrimidinring
substituiert werden. Beispielsweise werden in einer Ausführungsform
eines oder mehrere N-Atome des Rings durch C-Atome substituiert.
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Ein "festes Substrat" besitzt eine fixierte
organisatorische Trägermatrix,
so wie Silan, polymere Materialien oder Glas. In manchen Ausführungsformen
ist wenigstens eine Oberfläche
des Substrats teilweise plan. In anderen Ausführungsformen ist es wünschenswert,
Bereiche des Substrats physikalisch abzugrenzen, um synthetische
Bereiche zu umreißen,
beispielsweise mit Furchen, Rillen, Wells oder dergleichen. Beispiele
für feste
Substrate schließen
Objektträger,
Kügelchen
und Arrays ein.
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BESCHREIBUNG
DER ZEICHNUNG
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1 zeigt zwei Tafeln (1A und 1B),
welche den Unterschied in der Fluoreszenzintensität zwischen
den gepaarten (Match-) und den fehlgepaarten (Mismatch-) Sonden
auf einem Oligonukleotidanaloga-Array illustrieren.
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2 ist
eine graphische Darstellung einer spezifischen lichtgesteuerten
chemischen Kopplung von Oligonukleotidanaloga-Monomeren an ein Array.
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3 zeigt
die relative Effektivität
und Spezifität
der Hybridisierung für
immobilisierte Sondenarrays enthaltend Adenin-versus-Sondenarrays
enthaltend 2,6-Diaminopurinnukleotide. (3'-CATCGTAGAA-5' (SEQ ID NR:1)).
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4 zeigt
die Auswirkung einer Substituierung von Adenin mit 2,6-Diaminopurin
(D) in immobilisierten Poly-dA-Sondenarrays. (AAAAAANAAAAA (SEQ
ID NR:2)).
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5 zeigt
die Auswirkungen einer Substituierung von 5-Propynyl-2'-Desoxyuridin und
2-Amino-2' Desoxyadenosin in
AT-Arrays auf die Hybridisierung an eine Zielnukleinsäure. (ATATAATATA
(SEQ ID NR:3) und CGCGCCGCGC (SEQ ID NR:4)).
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6 zeigt
die Auswirkungen von dI und 7-Deaza-dG Substituierungen in Oligonukleotidarrays. (3'-ATGTT(G1G2G3G4G5)CGGGT-5' (SEQ ID NR:5)).
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DETAILLIERTE
BESCHREIBUNG
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Verfahren
zur Synthetisierung von erwünschten
einzelsträngigen
Oligonukleotid- und Oligonukleotidanalogasequenzen sind dem Fachmann
bekannt. Insbesondere sind Verfahren zur Synthetisierung von Oligonukleotiden
und Oligonukleotidanaloga beispielsweise zu finden in Oligonucleotide
Synthesis: A Practical Approach, Gait, ed., IRL Press, Oxford (1984);
W.H.A. Kuijpers Nucleic Acids Research 18(17), 5197 (1994); K.L. Dueholm
J. Org. Chem. 59, 5767- 5773
(1994), und S. Agrawal (ed.) Methods in Molecular Biology, Volume
20. Die Synthetisierung von einmolekularer doppelsträngiger DNA
in Lösung
wurde ebenfalls beschrieben.
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Verbesserte
Verfahren zur Bildung von großen
Arrays von Oligonukleotiden, Peptiden und anderen Polymersequenzen
mit einer minimalen Anzahl von Syntheseschritten sind bekannt. Siehe
Pirrung et al., U.S. Patent No. 5,143,854 (siehe auch PCT Anmeldung
Nr. WO 90/15070) und Fodor et al., PCT Veröffentlichungs-Nr. WO 92/10092,
welche Verfahren zur Bildung von riesigen Arrays von Peptiden, Oligonukleotiden und
anderen Molekülen,
beispielsweise unter Verwendung von lichtgesteuerten Synthesetechniken,
offenbaren. Siehe auch Fodor et al., (1991) Science, 251, 767-77.
Diese Verfahren zur Synthese von Polymerarrays werden nunmehr als
VLSIPSTM-Verfahren bezeichnet.
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Unter
Verwendung des VLSIPSTM-Ansatzes wird ein
heterogenes Array von Polymeren durch gleichzeitige Kopplung an
einer Reihe von Reaktionsstellen in ein unterschiedliches heterogenes
Array umgewandelt. Siehe U.S. 5, 384, 261.
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Die
Entwicklung der VLSIPSTM-Technologie, wie
in oben genanntem US-Patent Nr. 5,143,854 und den PCT-Patentveröffentlichungen
Nrs. WO 90/15070 und 92/10092 beschrieben, wird auf dem Gebiet der
kombinatorischen Synthese und des Screening von kombinatorischen
Bibliotheken als Pioniertechnologie betrachtet.
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Kombinatorische
Synthese von Oligonukleotidarrays
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Die
VLSIPSrM-Technologie ermöglicht die kombinatorische
Synthese von Oligonukleotidarrays. Die kombinatorische VLSIPSTM-Strategie ermöglicht die Synthese von Arrays,
welche eine große
Anzahl zusammenhängender
Sonden enthalten, mit einer minimalen Anzahl von Syntheseschritten.
Beispielsweise ist es möglich,
alle denkbaren DNA-8mer-Oligonukleotide (48 oder
65.536 mögliche
Kombinationen) in nur 32 chemischen Syntheseschritten zu synthetisieren
und zu binden. Im Allgemeinen stellen die VLSIPSTM-Verfahren eine Methode
zur Herstellung von 4n unterschiedlichen
Oligonukleotidsonden auf einem Array mit nur 4n Syntheseschritten
bereit.
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Kurz
gesagt geht die lichtgesteuerte kombinatorische Synthese von Oligonukleotidarrays
auf einer Glasoberfläche
unter Verwendung von automatisierten Phosphoramidit- und Chipmaskierungstechniken
vor sich. In einer bestimmten Ausführungsform wird eine Glasoberfläche mit
einem Silanreagens, welches eine funktionelle Gruppe enthält, beispielsweise
eine durch eine photolabile schützende
Gruppe blockierte Hydroxyl- oder Aminogruppe, derivatisiert. Photolyse
durch eine photolithographische Maske wird selektiv verwendet, um
funktionelle Gruppen freizulegen, welche dann bereit sind, mit nachfolgenden
5'-photogeschützten Nukleosidphosphoramiditen
zu reagieren. Siehe 2.
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Die
Phosphoramidite reagieren nur mit den Stellen, welche beleuchtet
(und daher durch die Entfernung der photolabilen Blockierungsgruppe
freigelegt) werden. Folglich fügen
sich die Phosphoramidite nur an die Bereiche an, welche im vorhergehenden
Schritt freigelegt wurden. Diese Schritte werden wiederholt, bis das
gewünschte
Array von Sequenzen auf der festen Oberfläche synthetisiert wurde. Die
kombinatorische Synthese von unterschiedlichen Oligonukleotidanaloga
an unterschiedlichen Stellen auf dem Array wird durch das Beleuchtungsmuster
während
der Synthese und die Reihenfolge des Hinzufügens der Kopplungsreagenzien
bestimmt.
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Falls
in dem VLSIPSTM-Verfahren ein Oligonukleotid
mit einem Polyamidrückgrat
verwendet wird, ist es im Allgemeinen nicht angebracht, phosphoramiditchemische
Syntheseschritte durchzuführen,
da die Monomere sich nicht mittels Phosphatkopplung aneinander binden.
Stattdesen werden ersatzweise peptidsynthetische Verfahren angewandt.
Siehe beispielsweise Pirrung et al. US-Pat. Nr. 5,143,854.
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Peptidnukleinsäuren, welche
ein Polyamidrückgrat
und die in natürlich
vorkommenden Nukleosiden vorzufindenden Basen umfassen, sind im
Handel erhältlich,
beispielsweise von Biosearch, Inc. (Bedford, MA, USA). Peptidnukleinsäuren sind
in der Lage, mit hoher Spezifität
an Nukleinsäuren
zu binden und werden für die
Zwecke der vorliegenden Offenbarung als "Oligonukleotidanaloga" betrachtet. Es ist
zu beachten, dass Peptidnukleinsäuren
gegebenenfalls andere Basen außer
den natürlich
vorkommenden umfassen.
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Hybridisierung
von Nukleotidanaloga
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Die
Stabilität
von zwischen RNAs oder DNAs gebildeten Duplexmolekülen in Lösung folgt
im Allgemeinen der Rangordnung von RNA:RNA > RNA:DNA > DNA:DNA. Lange Sonden haben zwar eine
höhere
Duplexstabilität
mit einem Target, verfügen
jedoch über
eine schlechtere Mismatchdiskriminierung als kurze Sonden (Mismatchdiskriminierung
bezieht sich auf das gemessene Hybrdisierungssignalverhältnis zwischen
einer Perfect-Match-Sonde und einer Einzelbasen-Mismatch-Sonde).
Kürzere
Sonden (beispielsweise 8-mere) diskriminieren Fehlpaarungen sehr
gut, doch ihre gesamte Duplexstabilität ist gering. Um Mismatchdiskriminierung
und Duplexstabilität
zu optimieren stellt die vorliegende Erfindung eine Reihe von Nukleotidanaloga
bereit, welche in Polymere integriert und in einem Array auf einem
festen Substrat gebunden sind.
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Die
Veränderung
der thermalen Stabilität
(Tm) des zwischen dem Target und der Sonde
gebildeten Duplexmoleküls,
beispielsweise unter Verwendung von bekannten Oligonukleotidanaloga,
ermöglicht
die Optimierung der Duplexstabilität und der Mismatchdiskriminierung.
Ein nützlicher
Aspekt der Veränderung
der Tm ergibt sich daraus, dass Adenin-Thymin
(A-T)-Duplexmoleküle
eine niedrigere Tm aufweisen als Guanin-Cytosin (G-C)-Duplexmoleküle, teilweise
aus dem Grund, weil die A-T-Duplexmoleküle 2 Wasserstoffbrückenbindungen
pro Basenpaar aufweisen, während
die G-C-Duplexmoleküle über 3 Wasserstoffbrückenbindungen pro
Basenpaar verfügen.
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In
heterogenen Oligonukleotidarrays, in denen eine nicht-einheitliche
Verteilung der Basen vorliegt, kann es schwierig sein, die Hybridisierungsbedingungen
für alle
Sonden gleichzeitig zu optimieren. Daher ist es in manchen Ausführungsformen
wünschenswert,
G-C-reiche Duplexmoleküle
zu destabilisieren und/oder die Stabilität der A-T-reichen Duplexmoleküle zu erhöhen, während die
Sequenzspezifität
der Hybridisierung aufrechterhalten wird. Dies wird beispielsweise
erreicht, indem eines oder mehrere der nativen Nukleotide in der
Sonde (oder dem Target) mit bestimmten modifizierten, nicht standardgemäßen Nukleotiden
ersetzt werden. Beispielsweise wird eine Substituierung von Guaninresten
mit 7-Deazaguanin im Allgemeinen Duplexmoleküle destabilisieren, wohingegen
eine Substituierung von Adeninresten mit 2,6-Diaminopurin die Duplexstabilität verstärken wird.
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Eine
Vielzahl anderer modifizierter Basen werden ebenfalls in Nukleinsäuren integriert,
um die gesamte Duplexstabilität
zu verstärken
oder zu verringern, während
die Hybridisierungsspezifität
aufrechterhalten wird. Die Integration von 6-Aza-pyrimidinanaloga
in Oligonukleotidsonden verringert im Allgemeinen deren Bindungsaffinität für komplementäre Nukleinsäuren. Viele
5-substituierte Pyrimidine erhöhen
die Stabilität
von Hybriden, in welchen sie anstelle der nativen Pyrimidine in
die Sequenz substituiert werden, wesentlich. Beispiele umfassen
5-Brom-, 5-Methyl-, 5-Propynyl-, 5-(Imidazol-2-yl)- und 5-(Thiazol-2-yl)-Derivate
von Cytosin und Uracil.
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Viele
modifizierte Nukleoside, Nukleotide und zahlreiche Basen, welche
dazu geeignet sind, in Nukleoside integriert zu werden, sind bei
einer Vielzahl von Herstellern im Handel erhältlich, darunter die SIGMA Chemiefabrik
(Saint Louis, MO, USA), R&D
Systems (Minneapolis, MN, USA), Pharmacia LKB Biotechnology (Piscataway,
NJ, USA), CLONTECH Laboratories, Inc. (Palo Alto, CA, USA), Chem
Genes Corp., Aldrich Chemical Company (Milwaukee, WI, USA), Glen
Research, Inc., GIBCO BRL Life Technologies, Inc. (Gaithersberg,
MD, USA), Fluka Chemica-Biochemika Analytika (Fluka Chemie AG, Buchs,
Schweiz), Invitrogen, San Diego, CA, USA, und Applied Biosystems
(Foster City, CA, USA), sowie bei vielen anderen dem Fachmann bekannten
kommerziellen Bezugsquellen.
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Verfahren
zur Bindung von Basen and Zuckerresten, um Nukleoside zu formen,
sind bekannt. Siehe beispielsweise Lukevics und Zablocka (1991),
Nucleoside Synthesis: Organosilicon Methods Ellis Horwood Limited
Chichester, West Sussex, England und die darin enthaltenen Referenzen.
Verfahren zur Phosphorylierung von Nukleosiden, um Nukleotide zu
erhalten, und zur Integration von Nukleotiden in Oligonukleotide
sind ebenfalls bekannt. Siehe beispielsweise Agrawal (ed) (1993)
Protocols for Oligonucleotides and Analogues, Synthesis and Properties,
Methods in Molecular Biology Band 20, Humana Press, Towota, N.J.
und die darin enthaltenen Referenzen. Siehe auch Crooke und Lebleu
und Sanghvi und Cook und die darin zitieren Referenzen, beide supra.
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Gruppen
werden auch an verschiedene Positionen auf dem Nukleosidzuckerring
oder auf den Purin- oder Pyrmidinringen gekoppelt, was das Duplexmolekül durch
elektrostatische Interaktionen mit dem negativ geladenen Phosphatrückgrat oder
durch Wasserstoffbrückenbindungsinteraktionen
in den großen
und kleinen Furchen stabilisieren kann. Beispielsweise werden Adenosin-
und Guanosinnukleotide gegebenenfalls an der N2-Position mit einer
Imidazolyl-Propylgruppe substituiert, was die Duplexstabilität erhöht. Universelle
Basenanaloga, so wie 3-Nitropyrrol und 5-Nitroindol werden gegebenenfalls
in Oligonukleotidsonden eingeschlossen, um die Duplexstabilität durch
basenstapelnde Interaktionen zu verbessern.
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Die
Auswahl der Länge
der Oligonukleotidsonden ist ebenfalls eine wichtige Überlegung
bei der Optimierung der Hybridisierungsspezifität. Allgemein ausgedrückt sind
kürzere
Sondensequenzen spezifischer als längere, da das Vorkommen einer
Einzelbasen-Fehlpaarung eine größere destabilisierende
Wirkung auf das Duplexhybrid hat. Da jedoch die gesamte thermodynamische
Stabilität
der Hybride mit der Länge
abnimmt, ist es in manchen Ausführungsformen
wünschenswert,
die Duplexstabilität
für kurze
Sonden generell zu erhöhen.
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Bestimmte
Modifikationen des Zuckerrestes in Oligonukleotiden bieten eine
nützliche
Stabilisierung und sie können
dazu verwendet werden, die Affinität der Sonden für komplementäre Nukleinsäuresequenzen zu
steigern. Beispielsweise haben 2'-O-Methyl-,
2'-O-Propyl- und 2'-O-Allyl-Oligoribonukleotide
höhere
Bindungsaffinitäten
für komplementäre RNA-Sequenzen
als ihre unmodifizierten Gegenstücke.
Sonden, welche sich aus 2'-Fluor-2'-Desoxyoligoribonukleotiden zusammensetzen,
bilden auch stabilere Hybride mit RNA als ihre unmodifizierten Gegenstücke.
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Ersetzung
oder Substituierung der Internukleotid-Phosphodiester-Verbindung
in Oligo- oder Polynukleotiden wird auch dazu verwendet, die Affinität der Sonden-Target-Interaktionen
entweder zu erhöhen
oder zu verringern. Beispielsweise verringert die Substituierung
von Phosphodiesterverbindungen mit Phosphorothioat- oder Phosphorodithioatverbindungen
im allgemeinen die Duplexstabilität, ohne die Sequenzspezifität zu beeinträchtigen.
Substituierungen mit einer nicht-ionischen Methylphosphonatverbindung
(razemisch, oder bevorzugt Rp-Stereochemie) haben eine stabilisierende
Wirkung auf die Hybridbildung. Neutrale oder kationische Phosphoramiditverbindungen
führen
ebenfalls zu einer erhöhten
Duplexstabilisierung.
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Das
Phosphat-Diester-Rückgrat
wurde durch eine Vielzahl anderer stabilisierender nichtnatürlicher Verbindungen
ersetzt, welche als potentielle therapeutische Antisense-Wirkstoffe
erforscht wurden. Siehe beispielsweise Crooke und Lebleu (eds) (1993)
Antisense Research Applications CRC Press; und Sanghvi und Cook
(eds) (1994) Carbohydrate modifications in Antisense Research ACS
Symp. Ser. #580 ACS, Washington DC, USA. Sehr stabile Hybride werden
zwischen Nukleinsäuren
und Sonden, welche sich aus Peptidnukleinsäuren zusammensetzen, gebildet,
worin das gesamte Zuckerphosphatrückgrat durch eine Polyamidstruktur ersetzt
wurde.
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Ein
weiterer bedeutender Faktor, welcher sich manchmal auf die Verwendung
von Oligonukleotidsondenarrays auswirkt, ist die Natur der Zielnukleinsäure. Oligodesoxynukleotidsonden
können
mit unterschiedlicher Affinität
und Spezifität
an DNA- und RNA-Targets
hybridisieren. Beispielsweise bilden Sondensequenzen, welche lange "Reihen" von konsekutiven
Desoxyadenosinresten enthalten, weniger stabile Hybride mit komplementären RNA-Sequenzen
als mit den komplementären
DNA-Sequenzen. Substituierung von dA in der Sonde mit entweder 2,6-Diaminopurindesoxyribosid
oder 2'-Alkoxy- oder 2'-Fluor-dA verstärkt die
Hybridisierung mit RNA-Targets.
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Die
interne Struktur innerhalb der Nukleinsäuresonden oder der Targets
beeinflusst ebenfalls die Hybridisierungseffizienz. Beispielsweise
lagern sich GC-reiche Sequenzen und Sequenzen, welche Reihen von konsekutiven
G-Resten enthalten, häufig
selbst aneinander, um Strukturen einer höheren Ordnung zu bilden, und
dies kann ihre Bindung an komplementäre Sequenzen inhibieren. Siehe
Zimmerman et al. (1975) J. Mol Biol 92: 181; Kim (1991) Nature 351:
331; Sen and Gilbert (1988) Nature 335: 364; und Sunquist und Klug (1989)
Nature 342: 825. Diese Strukturen werden mit einem oder mehreren
der folgenden Purine oder Purinanaloga durch die Substituierung
von einem oder mehreren Guaninresten selektiv destabilisiert: 7-Deazaguanin,
8-Aza-7-Deazaguanin, 2-Aminopurin, 1H-Purine und Hypoxanthin, um
die Hybridisierung zu verstärken.
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Modifizierte
Nukleinsäuren
und Nukleinsäureanaloga
können
auch verwendet werden, um die chemische Stabilität von Sondenarrays zu verbessern.
Beispielsweise können
bestimmte Prozesse und Bedingungen, welche entweder zur Herstellung
oder zur nachfolgenden Verwendung der Arrays nützlich sind, nicht kompatibel
mit der Standard- Oligonukleotidchemie
sein und es kann eine andere Chemie angewandt werden, um diese Probleme
zu überwinden.
Beispielsweise wird ein Aussetzen in saurer Umgebung die Depurinierung
von Purinnukleotiden verursachen, was schließlich in Kettenspaltung und
vollständigem
Abbau des Sondenarrays resultiert. In diesem Fall werden Adenin
und Guanin jeweils mit 7-Deazaadenin und 7-Deazaguanin ersetzt, um
die Oligonukleotidsonden gegenüber
sauren Bedingungen zu stabilisieren, welche während der Herstellung oder
der Verwendung der Arrays verwendet werden.
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Basen-,
Phosphat- und Zuckermodifikationen werden in Kombination verwendet,
um hochgradig modifizierte Oligonukleotidanaloga herzustellen, welche
sich die vorteilhaften Eigenschaften einer jeden der verschiedenen
Modifikationen zunutze machen. Beispielsweise können Oligonukleotide, welche
höhere
Bindungsaffinitäten
für komplementäre Sequenzen
haben als ihre unmodifizierten Gegenstücke (beispielsweise 2'-O-Methyl-, 2'-O-Propyl- und 2'-O-Alyloligonukleotide),
mittels nicht-ionischer Methylphosphonatverbindungen oder neutralen
kationischen Phosphoramidatverbindungen in Oligonukleotide mit modifizierten
Basen (Deazaguanin, 8-Aza-7-Deazaguanin, 2-Aminopurin, 1H-Purin,
Hypoxanthine und dergleichen) eingebaut werden, was zu einer zusätzlichen
Stabilisierung der Duplexbildung zwischen dem Oligonukleotid und
einer Zielnukleinsäure
führt.
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Beispielsweise
umfasst ein bevorzugtes Oligonukleotid ein 2'-O-Methyl-2,6-Diaminopurinribosid-Phosphorothioat.
In ähnlicher
Weise kann jeder der hierin beschriebenen modifizierten Basen in
Peptidnukleinsäuren
integriert werden, in welchen das gesamte Zuckerphosphatrückgrat durch
eine Polyamidstruktur ersetzt wurde.
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Untersuchungen
zu thermalem Gleichgewicht, kinetische "on-rate"-Untersuchungen und Sequenzspezifitätsanalyse
werden gegebenenfalls für
jedes Zieloligonukleotid und jede Sonde oder jedes Sondenanalogon
durchgeführt.
Die erhaltenen Daten zeigen das Verhalten der Analoga bei der Duplexbildung
mit Zieloligonukleotiden. Eine durch die Verwendung von Oligonukleotidanalogasonden
vermittelte veränderte
Duplexstabilität
wird beispielsweise bestimmt, indem man die Fluoreszenzsignalintensität von einem
mit einem Zieloligonukleotid hybridisiertem Oligonukleotidanalogon über die
Zeit verfolgt. Die Daten gestatten die Optimierung von spezifischen
Hybridisierungsbedingungen, beispielsweise bei Raumtemperatur (für vereinfachte
diagnostische Anwendungen).
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Ein
anderer Weg, die veränderte
Duplexstabilität
zu verifizieren ist es, die bei der Hybridisierung erzeugte Signalintensität über die
Zeit zu verfolgen. Vorhergehende Experimente unter Verwendung von DNA-Targets
und DNA-Chips haben gezeigt, dass die Signalintensität mit der
Zeit zunimmt und dass die stabileren Duplexmoleküle höhere Signalintensitäten schneller
erzeugen als weniger stabile Duplexmoleküle. Die Signale erreichen nach
einer gewissen Zeit einen Plateauwert oder "sind gesättigt", da nach und nach alle Bindungsstellen
besetzt werden. Diese Daten gestatten die Optimierung der Hybridisierung
und die Bestimmung von Gleichgewichtsbedingungen bei einer spezifischen
Temperatur.
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Kurven
der Signalintensität
und der Basen-Fehlpaarungspositionen werden aufgetragen und die
Verhältnisse
von perfekten Paarungen gegen die Fehlpaarungen werden berechnet.
Diese Rechnung zeigt die sequenzspezifischen Eigenschaften der Nukleotidanaloga
als Sonden. Perfekte Paarung/Fehlpaarungsverhältnisse größer als 4 sind in einem diagnostischen
Oligonukleotidassay oft gewünscht,
da für
ein diploides Genom Verhältnisse
von 2 unterschieden werden müssen
(beispielsweise im Falle einer heterozygoten Eigenschaft oder Sequenz).
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Zielnukleinsäuren, welche
Nukleotidanaloga umfassen
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Modifizierte
Nukleotide und Nukleotidanaloga werden zur Hybridisierungsanalyse
von Oligonukleotidarrays synthetisch oder enzymatisch in DNA- oder
RNA-Zielnukleinsäuren
integriert. Die Integration von Nukleotidanaloga in das Target optimiert
die Hybridisierung des Targets hinsichtlich der Sequenzspezifität und/oder
der gesamten Affinität,
an Oligonukleotide und Oligonukleotidanaloga-Sondenarrays zu binden.
Die Verwendung von Nukleotidanaloga in entweder dem Oligonukleotidarray
oder der Zielnukleinsäure
oder in beiden verbessert die Optimierbarkeit der Hybridisierungsinteraktionen.
Beispiele für
nützliche
Nukleotidanaloga, welche durch natürlich vorkommende Nukleotide
substituiert werden, schließen
ein 7-Deazaguanosin,
2,6-Diaminopurinnukleotide, 5-Propynyl und andere 5-substituierte
Pyrimidinnukleotide, 2'-Fluor-
und 2'-Methoxy-2'-Desoxynukleotide
und dergleichen.
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Diese
Nukleotidanaloga werden unter Verwendung der oben beschriebenen
Syntheseverfahren oder unter Verwendung von DNA- oder RNA-Polymerasen
in Nukleinsäuren
integriert. Die Nukleotidanaloga werden bevorzugt in Zielnukleinsäuren integriert
unter Verwendung von in vitro Amplifizierungsverfahren so wie PCR,
LCR, Q β-Replikase-Expansion,
in vitro Transkription (beispielsweise Nick-Translation oder Random-Primer-Transkription)
und dergleichen. Alternativ werden die Nukleotidanaloga gegebenenfalls
in klonierte Nukleinsäuren
integriert, indem eine Zelle kultiviert wird, welche die klonierte
Nukleinsäure
in einem ein Nukleotidanalogon einschließenden Medium umfasst.
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Ähnlich der
Verwendung der Nukleotidanaloga in Sondenarrays wird 7-Deazaguanosin
in Zielnukleinsäuren
verwendet, um für
G/dG zu substituieren, um die Targethybridisierung zu verstärken, indem
in Sequenzen, welche Reihen von Poly-G/dG enthalten, die Sekundärstruktur
reduziert wird. 6-Diaminopurinnukleotide substituieren für A/dA,
um die Targethybridisierung durch verstärkte H-Bindung an T- oder U-reiche
Sonden zu verstärken.
5-Propynyl und andere 5-substituierte
Pyrimidinnukleotide substituieren für natürliche Pyrimidine, um die Targethybridisierung
an bestimmte purinreiche Sonden zu verstärken. 2'-Fluor- und 2'-Methoxy-2'-Desoxynukleotide
substituieren für
natürliche
Nukleotide, um die Targethybridisierung an in ähnlicher Weise substituierten
Sondensequenzen zu verstärken.
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Synthese von 5'-photogeschützten 2'-O-Alkyl-Ribonukleotidanaloga
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Die
lichtgesteuerte Synthese von komplexen Arrays von Nukleotidanaloga
auf einer Glasoberfläche wird
durch die Derivatisierung von Cyanoethyl-Phosphoramiditnukleotiden
und – nukleotidanaloga
(beispielsweise Nukleosidanaloga von Uridin, Thymidin, Cytidin,
Adenosin und Guanosin, mit Phosphaten) mit beispielsweise der photolabilen
MeNPoc-Gruppe anstatt der üblichen
Dimethoxytritylgruppe an der 5'-Hydroxylposition erreicht.
Siehe die Anmeldung SN PCT/US94/12305.
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Spezifische
basengeschützte
2'-O-Alkylukleoside
sind im Handel erhältlich
von beispielsweise Chem Genes Corp. (MA, USA). Die photolabile MeNPoc-Gruppe
wird an die 5'-Hydroxylposition
hinzugefügt
und anschließend
phosphityliert, um Cyanoethyl-Phosphoramidit-Monomere
zu erhalten. Im Handel erhältliche
Nukleoside werden gegebenenfalls modifiziert (beispielsweise durch
2-O-Alkylation), um Nukleosidanaloga zu schaffen, welche zur Herstellung
von Oligonukleotidanaloga verwendet werden.
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Abwandlungen
der oben beschriebenen Verfahren werden in manchen Ausführungsformen
verwendet, um eine wesentliche Addition von MeNPoc an die 3'-Hydroxylposition
zu vermeiden. Beispielsweise wird in einer Ausführungsform ein 2'-O-Methylribonukleotidanalogon
mit DMT-Cl {Di(p-Methoxyphenyl)Phenylchlorid} in der Gegenwart von
Pyridin zur Reaktion gebracht, um ein 2'-O-Methyl-5'-O-DMT-Ribonukleotidanalogon zu bilden. Dies
ermöglicht
die Addition von TBDMS an das 3'-O
des Ribonukleosidanalogons durch Reaktion mit TBDMS-Triflat (t-Butyldimethylsilyltrifluormethansulfonat)
in der Gegenwart von Triethylamin in THF (Tetrahydrofuran), um ein
2'-O-Methyl-3'-O-TBDMS-5'-O-DMT-Ribonukleotidbasenanalogon
zu erhalten.
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Dieses
Analogon wird mit TCAA (Trichlor-Essigsäure) behandelt, um die DMT-Gruppe
abzuspalten, wobei eine reaktive Hydroxylgruppe an der 5'-Position verbleibt.
MeNPoc wird dann zum Sauerstoff der 5'-Hydroxylgruppe hinzugefügt unter
Verwendung von MenPoc-Cl in der Gegenwart von Pyridin. Die TBDMS-Gruppe
wird dann mit F– (beispielsweise NaF)
gespalten, um ein Ribonukleotidbasenanalogon mit einer am 5'-Sauerstoff des Nukleotidanalogons
gebundenen MeNPoc-Gruppe zu erhalten. Sofern dies angemessen ist,
wird dieses Analogon phosphityliert, um ein Phosphoramidit für die Oligonukleotidanalogonsynthese
zu erhalten. Andere Nukleoside oder Nukleosidanaloga werden durch ähnliche
Verfahren geschützt.
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Synthese von
Oligonukleotidanalogonarrays auf Chips
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Anders
als die Verwendung von photo-entfernbaren schützenden Gruppen, ist die in
der VLSIPSTM-Technologie zur Synthese von
Oligonukleotiden und Oligonukleotidanaloga auf Chips angewandte
Nukleosidkopplungschemie ähnlich
der zur Oligonukleotidsynthese angewandten Chemie. Das Oligonukleotid
ist üblicherweise über die
3'-Hydroxyl-Gruppe
des Oligonukleotids und eine funktionelle Gruppe auf dem Substrat mit
dem Substrat verbunden, was in der Bildung eines Ethers, Esters,
Carbamats oder einer Phosphatesterverbindung resultiert.
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Nukleotide
oder Oligonukleotidanaloga werden über Kohlenstoff-Kohlenstoff-Bindungen
unter Verwendung von beispielsweise Trägern mit (Poly)Trifluorchlorethylen-Oberflächen, oder
bevorzugt über
Siloxanbindungen (unter Verwendung von beispielsweise Glas oder
Siliziumoxid als fester Träger)
an den festen Träger
gebunden. Siloxanbindungen mit der Oberfläche des Trägers werden in einer Ausführungsform über Reaktionen
von oberflächenbindenden
Abschnitten, welche Trichlorsilyl- oder Trialkoxysilyl-Gruppen tragen,
gebildet.
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Die
oberflächenbindenden
Gruppen besitzen eine Stelle für
die Bindung des Oligonukleotidanalogonabschnitts. Zur Bindung geeignete
Gruppen schließen
beispielsweise Amine, Hydroxyl, Thiol und Carboxyl ein. Bevorzugte
oberflächenbindende
oder derivatisierende Abschnitte schließen Aminoalkylsilane und Hydroxyalkylsilane
ein. In besonders bevorzugten Ausführungsformen ist der oberflächenbindende
Abschnitt entweder
Bis(2-Hydroxyethyl)-Aminopropyltriethoxysilan,
N-(3-Triethoxysilylpropyl)-4-Hydroxybutylamid,
Aminopropyltriethoxysilan
oder Hydroxypropyltriethoxysilan.
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Die
durch die Synthese unter Verwendung von gewöhnlichen Ribonukleotiden hergestellten
Oligoribonukleotide sind üblicherweise
labil aufgrund der Gegenwart der 2'-Hydroxylgruppe. 2'-O-Methyloligoribonukleotide (2'-OMeORNs), Analoga
von RNA bei denen die 2'-Hydroxylgruppe methyliert
ist, sind resistent gegen DNAse und RNAse, was sie weniger basenlabil
macht. Sproat, B.S., und Lamond, A.I. in Oligonucleotides and Analogues:
A Practical Approach, herausgegeben von F. Eckstein, New York: IRL
Press at Oxford University Press, 1991, pp. 49-86, berichteten von
der Synthese von gemischten Sequenzen von 2'-O-Methoxy-Oligoribonukleotiden (2'-O-MeORNs) unter
Verwendung von Dimethoxytrityl-Phosphoramidit-Chemie. Diese 2'-O-MeORNs zeigen
eine größere Bindungsaffinität für komplementäre Nukleinsäuren als
ihre unmodifizierten Gegenstücke.
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Andere
Ausführungsformen
der Erfindung stellen mechanische Mittel zur Herstellung von Oligonukleotidanaloga
bereit. Diese Techniken werden in U.S. 5, 384, 261 diskutiert, eingereicht
am 22.11.1991. Im Wesentlichen werden Oligonukleotidanalogonreagenzien über die
Oberfläche
eines Substrats gelenkt, so dass ein vorbestimmtes Array von Oligonukleotidanaloga
geschaffen wird. Beispielsweise werden eine Reihe von Kanälen, Rillen
oder Spots auf einem Substrat oder angrenzend daran ausgebildet.
Reagenzien werden selektiv durch die Kanäle, Rillen oder Spots gespült oder
darin angelagert, um ein Array mit verschiedenen Oligonukleotiden
und/oder Oligonukleotidanaloga an ausgewählten Stellen auf dem Substrat
zu bilden.
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Nachweis der
Hybridisierung
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In
einer Ausführungsform
wird die Hybridisierung durch die Markierung eines Targets mit beispielsweise
Fluoreszein oder anderen bekannten Visualisierungsagenzien und durch
Inkubation des Targets mit einem Array von Oligonukleotidanalogasonden
nachgewiesen. Bei der Duplexbildung durch das Target mit einer Sonde
im Array (oder Triplexbildung in Ausführungsformen, in denen das
Array einmolekulare doppelsträngige Sonden
umfasst), wird der Fluoreszeinmarker durch beispielsweise einen
Argonlaser angeregt und durch Betrachtung des Arrays beispielsweise
durch ein konfokales Scannermikroskop nachgewiesen.
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Sequenzierung
durch Hybridisierung
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Derzeitige
Sequenzierungsmethoden verlassen sich in hohem Maße auf komplexe
Vorgänge
und erfordern einen beträchtlichen
manuellen Aufwand. Die konventionelle DNA-Sequenzierungstechnologie ist eine arbeitsaufwendige
Prozedur und erfordert die elektrophoretische Größentrennung von markierten
DNA-Fragmenten. Ein alternativer Ansatz beinhaltet eine Hybridisierungsstrategie,
welche mittels Bindung von Target-DNA an eine Oberfläche durchgeführt wird.
Das Target wird mit jeweils einer aus einem Satz von Oligonukleotidsonden
abgefragt (siehe die Anmeldung WO95/11995).
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Ein
bevorzugtes Verfahren zur Oligonukleotidsondenarraysynthese beinhaltet
die Verwendung von Licht, um die Synthese der Oligonukleotidanalogasonden
in miniaturisierten Arrays mit hoher Dichte zu steuern. Matrices
von räumlich
definierten Oligonukleotidanalogonsondenarrays wurden erzeugt. Die
Möglichkeit, diese
Arrays zur Identifizierung von komplementären Sequenzen zu verwenden,
wurde durch Hybridisierung von fluoreszenzmarkierten Oligonukleotiden
an die hergestellten Matrices gezeigt.
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Oligonukleotidanalogonarrays
werden beispielsweise verwendet, um die Sequenzspezifität von Nukleinsäuren oder
von Protein-Nukleinsäure-Interaktionen
zu untersuchen. Oligonukleotidanalogonarrays werden verwendet, um
die thermodynamischen und kinetischen Regeln zu definieren, welche
die Bildung und Stabilität
von Oligonukleotid- und Oligonukleotidanalogonkomplexen bestimmen.
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Oligonukleotidanalogasondenarrays
und -bibliotheken
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Die
Verwendung von Oligonukleotidanaloga in Sondenarrays bietet einige
Vorteile im Vergleich zu Standardoligonukleotidarrays. Beispielsweise,
wie oben ausgeführt,
haben bestimmte Oligonukleotidanaloga verstärkte Hybridisierungseigenschaften
zu komplementären
Nukleinsäuren
im Vergleich zu Oligonukleotiden, die aus natürlich vorkommenden Nukleotiden
hergestellt werden. Ein hauptsächlicher
Vorteil von verstärkten Hybridisierungseigenschaften
ist es, dass die Oligonukleotidanalogasonden gegebenenfalls kürzer als
die entsprechenden Sonden sind, welche keine Nukleotidanaloga einschließen.
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Standardmäßige Oligonukleotidsondenarrays
benötigen
typischerweise relativ lange Sonden (ca. 15 bis 25 Nukleotide),
um eine starke Bindung an Zielnukleinsäuren zu erreichen. Die Verwendung
solcher langer Sonden ist aus zwei Gründen nicht vorteilhaft. Erstens
müssen
umso mehr Syntheseschritte durchgeführt werden, um die Sonde und
jeglichen die Sonde umfassenden Sondenarray herzustellen, je länger die
Sonde ist. Dies steigert die Kosten für die Herstellung der Sonden
und Arrays. Des Weiteren nimmt die Qualität der Sonden mit zunehmender
Länge ab,
da jeder Syntheseschritt in einer unter 100%igen Kopplung für jedes
Nukleotid resultiert.
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Zweitens
bieten kurze Sonden eine bessere Mismatchdiskriminierung für die Hybridisierung
an eine Zielnukleinsäure.
Dies liegt daran, dass eine einzelne Basenfehlpaarung für eine Kurzsonde-Target-Hybridisierung
weniger destabilisierend ist als eine einzelne Fehlpaarung für eine Langsonde-Target-Hybridisierung.
Daher ist es schwieriger, eine einzelne Sonden-Target-Fehlpaarung zu unterscheiden,
wenn die Sonde ein 20-mer ist, als wenn die Sonde ein 8-mer ist.
Dementsprechend reduziert die Verwendung von kurzen Oligonukleotidanalogasonden
die Kosten und erhöht
die Mismatchdiskriminierung in Sondenarrays.
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Die
verstärkten
Hybridisierungseigenschaften von Oligonukleotidanaloga ermöglichen
auch die Herstellung von Oligonukleotidanalogasondenarrays, worin
die Sonden in den Arrays eine beträchtliche Sekundärstruktur
aufweisen. Beispielsweise werden die Oligonukleotidanalogasonden
gegebenenfalls so konfiguriert, dass sie gänzlich oder teilweise doppelsträngig auf
dem Array vorliegen. Die Sonden werden gegebenenfalls mit komplementären Nukleinsäuren komplexiert
oder sie sind gegebenenfalls einmolekulare Oligonukleotide mit eigenkomplementären Bereichen.
Bibliotheken von diversen doppelsträngigen Oligonukleotidanalogasonden
werden beispielsweise in Screeninguntersuchungen verwendet, um die
Bindungsaffinität
von nukleinsäurebindenden
Proteinen, Wirkstoffen oder Oligonukleotiden (beispielsweise zur
Untersuchung der Triple-Helixbildung)
zu bestimmen.
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Es
ist bekannt, dass bestimmte Oligonukleotidanaloga förderlich
für die
Bildung von ungewöhnlichen Sekundärstrukturen
sind. Siehe Durland (1995) Bioconjugate Chem. 6: 278-282. Allgemeine Strategien
zur Verwendung von einmolekularen doppelsträngigen Oligonukleotiden als
Sonden und zur Bibliothekenerstellung sind in der Anmeldung SN 08/327,687
beschrieben und ähnliche
Strategien können
auf Oligonukleotidanalogasonden angewandt werden.
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Im
Allgemeinen wird ein fester Träger,
welcher gegebenenfalls ein gebundenes Spacer-Molekül aufweist, am distalen Ende
der Oligonukleotidanalogasonde befestigt. Die Sonde wird als eine
einzelne Einheit befestigt oder wird Monomer für Monomer unter Verwendung
von VLSIPSTM oder oben beschriebenen mechanischen
Trennungsverfahren auf dem Träger
oder Spacer synthetisiert. Wo die Oligonukleotidanaloga-Arrays gänzlich doppelsträngig sind,
werden zu den Sonden auf dem Array komplementäre Oligonukleotide (oder Oligonukleotidanaloga)
an das Array hybridisiert.
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In
manchen Ausführungsformen
werden andere Moleküle
als Oligonukleotide, so wie Proteine, Färbemittel, Co-Faktoren, Linker
und dergleichen in die Oligonukleotidanalogasonde integriert oder
am distalen Ende des Oligomers gebunden, beispielsweise als ein
Abstandsmolekül
oder als Sonde oder Sondentarget. Flexible Linker werden gegebenenfalls
verwendet, um komplementäre
Abschnitte des Oligonukleotidanalogons zu separieren.
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Die
vorliegende Erfindung sieht auch die Vorbereitung von Bibliotheken
von Oligonukleotidanaloga mit Ausbuchtungen oder Schlaufen (Loops)
zusätzlich
zu komplementären
Bereichen vor. Bestimmte RNA-Ausbuchtungen werden oft von Proteinen
erkannt (beispielsweise wird TAR-RNA vom TAT-Protein von HIV erkannt).
Dementsprechend sind Bibliotheken von Oligonukleotidanaloga-Ausbuchtungen
oder -Loops nützlich bei
einer Reihe von diagnostischen Anwendungen. Die Ausbuchtung oder
Loop kann im Oligonukleotidanalogon oder in Linkerbereichen vorhanden
sein.
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Einmolekulare
Analogasonden können
auf vielerlei Arten konfiguriert werden. In einer Ausführungsform
umfassen die einmolekularen Sonden Linker, beispielsweise wo die
Sonde gemäß der Formel Y-L1-X1-L2-X2 angeordnet ist, in denen Y ein fester Träger ist,
X1 und X2 ein Paar
komplementärer
Oligonukleotide oder Oligonukleotidanaloga ist, L1 eine
Bindung oder ein Spacer ist und L2 eine
verbindende Gruppe von ausreichender Länge ist, so dass X1 und
X2 ein doppelsträngiges Oligonukleotid bilden.
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Jedes
der Elemente der Sonde (L1, X1,
L2 und X2) umfasst
ein Nukleotid- oder ein Oligonukleotidanalogon. Beispielsweise ist
in einer Ausführungsform
X1 ein Oligonukleotidanalogon.
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Die
Oligonukleotidanalogasonden werden gegebenenfalls so angeordnet,
dass sie eine Vielzahl von Resten präsentieren. Beispielsweise werden
strukturelle Komponenten gegebenenfalls aus der Mitte einer konformationell
beschränkten
Oligonukleotidanalogasonde präsentiert.
In diesen Ausführungsformen
haben die Analogasonden im allgemeinen die Struktur -X11-Z-X12, wobei X11 und
X12 komplementäre Oligonukleotidanaloga sind
und Z ein in von der Oberfläche
des Sondenarrays wegführender
Richtung präsentiertes
strukturelles Element ist. Z kann einschließen einen Agonisten oder Antagonisten
für einen
Zellmembranrezeptor, ein Toxin, Venom, virales Epitop, Hormon, Peptid,
Enzym, einen Co-Faktor,
Wirkstoff, ein Protein, einen Antikörper oder dergleichen.
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Allgemeine Tilingstrategien
zum Nachweis eines Polymorphismus in einem Target-Oligonukleotid
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In
diagnostischen Anwendungen werden Oligonukleotidanaloga-Arrays (beispielsweise
Arrays auf Chips, Objektträgern
oder Kügelchen)
verwendet um zu bestimmen, ob es irgendwelche Unterschiede zwischen
einer Referenzsequenz und einem Target-Oligonukleotid gibt, beispielsweise
ob ein Individuum eine Mutation oder einen Polymorphismus in einem
bekannten Gen besitzt. Wie bereits oben diskutiert, ist das Oligonukleotidtarget
gegebenenfalls eine Nukleinsäure,
so wie ein PCR-Amplicon, welche ein oder mehrere Nukleotidanaloga
umfasst. In einer Ausführungsform
werden Arrays so gestalten, dass sie Sonden enthalten, welche Komplementarität zu einer
oder mehreren ausgewählten
Referenzsequenzen aufweisen, deren Sequenz bekannt ist.
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Die
Arrays werden zum Auslesen einer Targetsequenz verwendet, welche
entweder die Referenzsequenz selbst oder Varianten dieser Sequenz
umfasst. Jedes beliebige Polynukleotid mit bekannter Sequenz wird
als Referenzsequenz ausgewählt.
Relevante Referenzsequenzen schließen die Sequenzen ein, von
denen bekannt ist, dass sie Mutationen oder Polymorphismen einschließen, die
mit phänotypischen
Veränderungen
von klinischer Bedeutung in menschlichen Patienten in Verbindung
stehen. Beispielsweise wurden das CFTR-Gen und das p53-Gen in Menschen
als der Ort einiger Mutationen identifiziert, welche zu Mukoviszidose bzw.
Krebs führen.
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Andere
relevante Referenzsequenzen schließen die ein, welche zur Identifizierung
von pathogenen Mikroorganismen dienen und/oder der Ort von Mutationen
sind, durch welche solche Mikroorganismen Wirkstoffresistenz erlangen
(beispielsweise das HIV-reverse-Transkriptase-Gen
für HIV-Resistenz).
Andere relevante Referenzsequenzen schließen Regionen ein, in denen
bekannterweise polymorphe Variationen vorkommen (beispielsweise
die D-Schlaufenregion der mitochondrialen DNA). Diese Referenzsequenzen
sind ebenso nützlich
für beispielsweise
forensische, kladistische oder epidemiologische Untersuchungen.
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Andere
relevante Referenzsequenzen schließen die aus dem Genom pathogener
Viren ein (beispielsweise Hepatitis (A, B oder C), Herpesvirus (beispielsweise
VZV, HSV-1, HAV-6, HSV-II, CMV und Epstein-Barr-Virus), Adenovirus,
Influenzavirus, Flaviviren, Echovirus, Rhinovirus, Coxsackievirus,
Cornovirus, RS-virus, Mumpsvirus, Rotavirus, Masernvirus, Rötelnvirus,
Parvovirus, Vakzine-Virus, HTLV-Virus, Dengue-Virus, Papillomavirus,
Molluscum-Virus, Poliovirus, Tollwutvirus, JC-Virus und arboviraler
Enzephalitisvirus). Andere relevante Referenzsequenzen sind aus
Genomen oder Episomen von pathogenen Bakterien, insbesondere aus
Regionen, welche Wirkstoffresistenz vermitteln oder die phylogene
Charakterisierung des Wirts gestatten (beispielsweise 16S rRNA oder
entsprechende DNA).
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Solche
Bakterien schließen
beispielsweise ein Chlamydien, Rickettsie-Bakterien, Mycobakterien,
Staphylokokken, Teptokokken, Pneumonokokken, Meningokokken und Gonokokken,
Klebsiella, Proteus, Serratia, Pseudomonas, Legionella, Diphtheria,
Salmonella, Bacilli, Cholera, Tetanus, Botulismus, Anthrax, Plague, Leptospirose
und Lymes-Krankheit-Bakterien.
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Andere
relevante Referenzsequenzen schließen die ein, in welchen Mutationen
zu den folgenden autosomalen rezessiven Störungen führen: Sichelzellenanämie, β-Thalassämie, Phenylketonurie,
Galactosämie, Wilsonsche
Krankheit, Hämochromatose,
schwere kombinierte Immuninsuffizienz, Alpha-1-Antitrypsin-Insuffizienz,
Albinismus, Alkaptonurie, lysosomale Speicherkrankheiten und das
Ehlers-Danlos-Syndrom. Andere relevante Referenzsequenz schließen die
ein, in welchen Mutationen zu X-gebundenen rezessiven Störungen führen: Hämophilie,
Glukose-6-Phosphat-Dehydrogenase, Agammaglobulimänie, Diabetes insipidus, Lesch-Nyhan-Syndrom,
Muskeldystrophie, Wiskott-Aldrich-Syndrom, Fabrysche Krankheit und
fragiles X-Syndrom.
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Andere
relevante Referenzsequenzen schließen die ein, in welchen Mutationen
zu nachfolgenden autosomalen dominanten Störungen führen: familiäre Hypercholesterinämie, polyzystische
Nierenkrankheit, Huntington-Krankheit, erbliche Spherocytose, Marfan-Syndrome, von-Willebrand-Krankheit,
Neurofibromatose, tuberöse
Hirnsklerose, erbliche hämorrhagische
Telangiektasie, familiäre
intestinale Polyposis, Ehlers-Danlos-Syndrom, myotonische Dystrophie,
Muskeldystrophie, Osteogenesis imperfecta, akute periodische Porphyrie
und von-Hippel-Lindau-Krankheit.
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Obwohl
ein Array von Oligonukleotidanalogasonden zur vereinfachten Datenverarbeitung üblicherweise
in Reihen und Säulen
ausgelegt wird, ist eine solche physikalische Anordnung von Sonden
auf dem festen Substrat nicht essentiell wichtig. Vorausgesetzt,
dass die räumliche
Lage jeder Sonde in einem Array bekannt ist, werden die Daten von
den Sonden gesammelt und verarbeitet, um die Sequenz eines Targets
ungeachtet der physikalischen Anordnung der Sonden auf beispielsweise
einem Chip zu liefern. Bei der Verarbeitung der Daten werden die
Hybridisierungssignale von den jeweiligen Sonden zu einem beliebigen
konzeptionellen Array, welcher für
die nachfolgende Datenreduzierung gewünscht ist, zusammengesetzt,
egal wie die physikalische Anordnung der Sonden auf dem Substrat
auch sein mag.
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In
einer Ausführungsform
stellt eine grundlegende Tilingstrategie ein Array von immobilisierten
Sonden zur Analyse eines Targetoligonukleotids bereit, welches einen
hohen Grad an Sequenzähnlichkeit
zu einem oder mehreren ausgewählten
Referenzoligonukleotiden zeigt (beispielsweise der Nachweis einer
Punktmutation in einer Targetsequenz). Beispielsweise umfasst ein
erster Sondensatz eine Vielzahl von Sonden, welche perfekte Komplementarität mit einem
ausgewählten
Referenzoligonukleotid aufweisen. Die perfekte Komplementarität liegt üblicherweise über die
gesamte Länge
der Sonde vor.
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Sonden
mit einem oder mehreren Segmenten von perfekter Komplementarität, welche
von Führungs- oder
Trailing-Sequenzen flankiert sind, welche die Komplementarität zur Referenzsequenz
nicht aufweisen, können
jedoch auch verwendet werden. Innerhalb eines komplementären Segments
besitzt jede Sonde im ersten Sondensatz wenigstens eine Abfrageposition,
die mit einem Nukleotid in der Referenzsequenz korrespondiert. Die
Abfrageposition wird mit dem entsprechenden Nukleotid in der Referenzsequenz
ausgerichtet, wenn die Sonde und die Referenzsequenz ausgerichtet
werden, um die Komplementarität
zwischen den beiden zu maximieren.
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Wenn
eine Sonde mehr als eine Abfrageposition aufweist, so korrespondiert
eine jede mit einem entsprechenden Nukleotid in der Referenzsequenz.
Die Identität
einer Abfrageposition und eines entsprechenden Nukleotids in einer
bestimmten Sonde im ersten Sondensatz kann nicht einfach durch eine
Untersuchung der Sonde des ersten Sondensatzes bestimmt werden.
Eine Abfrageposition und das korrespondierende Nukleotid werden
von den komparativen Strukturen der Sonden des ersten Sondensatzes
und entsprechenden Sonden aus zusätzlichen Sondensätzen definiert.
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Für jede Sonde
des ersten Sondensatzes gibt es für die Zwecke der vorliegenden
Illustration eine Vielzahl von entsprechenden Sonden aus zusätzlichen
Sondensätzen.
Beispielsweise gibt es gegebenenfalls Sonden, welche mit jedem relevanten
Nukleotid in der Referenzsequenz korrespondieren. Jede der korrespondierenden
Sonden hat eine mit dem relevanten Nukleotid ausgerichtete Abfrageposition. Üblicherweise
sind die Sonden der zusätzlichen
Sondensätze
mit der korrespondierenden Sonde des ersten Sondensatzes mit einer
Ausnahme identisch. Diese Ausnahme besteht darin, dass an der Abfrageposition,
welche in jeder der korrespondierenden Sonden der zusätzlichen
Sondensätze
an der selben Position vorkommt. Diese Position wird von einem anderen
Nukleotid in den korrespondierenden Sondensätzen besetzt. Andere Tilingstrategien werden
ebenfalls angewandt, je nach der zu erhaltenden Information.
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Die
Sonden sind Oligonukleotidanaloga, welche in der Lage sind, durch
komplementäre
Basenpaarung mit einer Zielnukleinsequenz zu hybridisieren. Komplementäre Basenpaarung
schließt
die sequenzspezifische Basenpaarung ein, welche beispielsweise Watson-Crick-Basenpaarung oder
andere Arten der Basenpaarung, so wie Hoogsteen-Basenpaarung umfasst.
Die Sonden werden durch eine beliebige geeignete Verbindung an einem
Träger
gebunden. 3'-Anhang
ist gebräuchlicher,
da diese Orientierung mit der bevorzugten bei der Festphasensynthese
von Oligonukleotiden und Oligonukleotidanaloga (mit der Ausnahme
von beispielsweise Analoga, welche kein Phosphatrückgrat besitzen,
so wie Peptidnukleinsäuren)
angewandten Chemie kompatibel ist.
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BEISPIELE
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Die
folgenden Beispiele werden zu Zwecken der Veranschaulichung gegeben
und sind in keiner Weise einschränkend
zu verstehen. Eine Vielzahl von Parametern kann verändert oder
modifiziert werden, um im Wesentlichen ähnliche Ergebnisse zu erzielen.
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Ein
Ansatz, um die Oligonukleotidhybridisierung zu verstärken, ist
es, die thermale Stabilität
(Tm) des zwischen dem Target und der Sonde
gebildeten Duplexmoleküls
zu erhöhen
unter Verwendung von Oligonukleotidanaloga, von welchen bekannt
ist, dass sie Tm's bei der Hybridisierung an DNA erhöhen. Verstärkte Hybridisierung
unter Verwendung von Oligonukleotidanaloga ist in den nachstehenden
Beispielen beschrieben, einschließlich der verstärkten Hybridisierung
in Oligonukleotidarrays.
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Beispiel 1: Lösungs-Oligonukleotid-Schmelz-Tn
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Die
Tm von 2'-O-Methyl-Oligonukleotidanaloga
wurde mit der Tm für die entsprechenden DNA- und RNA-Sequenzen
verglichen. Zusätzlich
wurde ebenfalls die Tm von 2'-O-Methyl-Oligonukleotid:DNA,
2'-O-Methyl-Oligonukleotide:RNA
und RNA:DNA-Duplexmolekülen
in Lösung
bestimmt. Die Tm wurde durch Veränderung
der Probentemperatur und Beobachten des Absorptionsvermögens der
Probenlösung
bei 260 nm bestimmt. Die Oligonukleotidproben wurden in einer 0,1
M NaCl-Lösung
mit einer Oligonukleotidkonzentration von 2 μMol aufgelöst.
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Tabelle
1 fasst die Ergebnisse des Experiments zusammen. Die Ergebnisse
zeigen, dass die Hybridisierung von DNA in Lösung annähernd die gleiche Tm hat wie die Hybridisierung von DNA mit
einem 2'-O-Methyl-substituierten
Oligonukleotidanalogon. Die Ergebnisse zeigen auch, dass die Tm für
das 2'-O-Methyl-substituierte
Oligonukleotidduplexmolekül
höher ist
als die für
das korrespondierende RNA:2'-O-Methyl-substituierte
Oligonukleotidduplexmolekül,
was höher
ist als die Tm für das korrespondierende DNA:DNA-
oder RNA:DNA-Duplexmolekül.
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-
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Beispiel 2: Array-Hybridisierungsexperimente
mit DNA-Chips und Oligonukleotidanaloga-Targets
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Ein
DNA-Sondenarray von variabler Länge
auf einem Chip wurde entworfen, um einzelne Basenfehlpaarungen in
den folgenden 3 korrespondierenden Sequenzen zu diskriminieren:
5'-CTGAACGGTAGCATCTTGAC-3' (SEQ ID NR: 6) (DNA-Target),
5'-CUGAACGGUAGCAUCUUGAC-3' (SEQ ID NR: 8) (RNA-Target)
und
5'-CUGAACGGUAGCAUCUUGAC-3' (SEQ ID NR: 9) (2'-O-Methyl-Oligonukleotid-Target), und hergestellt
mittels des VLSIPSTM-Verfahrens. Der Chip
wurde mit angrenzenden 12-meren und 8-meren entworfen, welche sich
wie in Tabelle 2 gezeigt mit den 3 Zielsequenzen überschnitten.
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Targetoligos
wurden unter Verwendung von Standardverfahren synthetisiert. Die
DNA- und 2'-O-Methyl-Oligonukleotidanaloga-Targetoligonukleotide
wurden in sequentiellen Experimenten bei einer Konzentration von
10 nM in 5 × SSPE
bei 20°C
an den Chip hybridisiert. Intensitätsmessungen wurden an jeder
Sondenposition in den 8-mer- und 12-mer-Arrays über die Zeit durchgeführt. Die
Intensitätszunahmerate
wurde dann für
jede Sondenposition aufgetragen. Die Intensitätszunahmerate war für beide
Targets in den 8-mer-Sondenarrays ähnlich,
wohingegen die 12-mer-Sonden schneller an die DNA-Targetoligonukleotide
hybridisierten.
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Plots
von Intensität
gegen Sondenposition wurden für
die RNA-, DNA- und 2'-O-Methyloligonukleotide generiert,
um die Mismatchdiskriminierung zu ermitteln. Die 8-mer-Sonden zeigten eine ähnliche
Mismatchdiskriminierung gegen alle Targets. Die 12-mer-Sonden zeigten die
höchste
Mismatchdiskriminierung für
die DNA-Targets, gefolgt von dem 2'-O-Methyltarget, wobei das RNA-Target
die schwächste
Mismatchdiskriminierung zeigte.
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Thermale
Gleichgewichtsexperimente wurden durchgeführt, indem jedes der Targets
für 90
Minuten mit Temperaturintervallen von 5°C an den Chip hybridisiert wurde.
Der Chip wurde mit dem Target in 5 × SSPE bei einer Targetkonzentration
von 10 nM mit dem Target hybridisiert. Intensitätsmessungen wurden am Ende der
90-minütigen
Hybridisierung an jedem Temperaturpunkt durchgeführt, wie oben beschrieben.
Alle Targets zeigten eine ähnliche
Stabilität,
mit minimaler Hybridisierung an die 8-mer-Sonden bei 30°C. Zusätzlich zeigten alle
Targets eine ähnliche
Stabilität
bei der Hybridisierung an die 12-mer-Sonden. Daher hatte das 2'-O-Methyloligonukleotid-Target ähnliche
Hybridisierungseigenschaften wie DNA- und RNA-Targets, wenn es gegen DNA-Sonden
hybridisiert wurde.
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Beispiel 3: 2'-O-Methyl-substituierte
Oligonukleotidchips
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DMT-geschützte DNA
und 2'-O-Methyl-Phosphoramidite
wurden verwendet, um 8-mer-Sondenarrays auf
einem Glasobjektträger
unter Verwendung des VLSIPSTM-Verfahrens
zu synthetisieren. Der sich daraus ergebende Chip wurde in getrennten
Experimenten an DNA- und
RNA-Targets hybridisiert. Die Zielsequenz, die Sequenzen der Sonden
auf dem Chip und der allgemeine physikalische Aufbau des Chips sind
in Tabelle 3 beschrieben.
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Der
Chip wurde in sukzessiven Experimenten an die RNA- und DNA-Targets
hybridisiert. Die Hybridisierungsbedingungen waren 10 nM Target
in 5 × SSPE.
Der Chip und die Lösung
wurden von 20°C
auf 50°C erhitzt,
wobei in 5°C-Intervallen
eine Fluoreszenzmessung durchgeführt
wurde, wie in WO95/11995 beschrieben. Der Chip und die Lösung wurden
vor den Fluoreszenzmessungen bei jeder Temperatur für 90 Minuten gehalten.
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Die
Ergebnisse des Experiments zeigten, dass für die Hybridisierung an ein
DNA-Target DNA-Sonden gleichwertig oder besser waren als 2'-O-Methyl-Oligonukleotidanalogasonden,
dass jedoch die 2'-O-Methyl-Oligonukleotidanalogasonden
eine drastisch bessere Hybridisierung and das RNA-Target zeigten
als die DNA-Sonden. Zusätzlich
zeigten die 2'-O-Methyl-Oligonukleotidanalogasonden
eine im Vergleich zu den DNA-Sonden überlegene Mismatchdiskriminierung
des RNA-Targets.
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Die
Differenz in der Fluoreszenzintensität zwischen den gepaarten und
fehlgepaarten Analogasonden war größer als die Differenz zwischen
den gepaarten und fehlgepaarten DNA-Sonden, was den Störabstand drastisch steigerte. 1 stellt die Ergebnisse graphisch dar
(1A). (M) und (P) zeigen jeweils die fehlgepaarten
und die perfekt gepaarten Sonden an. 1B veranschaulicht
die Fluoreszenzintensität
gegen den Ort auf einem Beispielchip für die verschiedenen Sonden
bei 20°C
unter Verwendung von RNA- und DNA-Targets.
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Beispiel 4: Synthese von
Oligonukleotidanaloga
-
Das
Reagens MeNPoc-Cl-Gruppe reagiert nicht-selektiv mit sowohl den
5'- als auch dem
3'-Hydroxylen auf 2'-O-Methylnukleosidanaloga.
Daher wurde das folgende Schutz-Entschützungs-Schema
angewandt, um hohe Erträge
von 5'-O-MeNPoc-2'-O-Methylribonukleosidanaloga
zu erzeugen zur Anwendung bei der Oligonukleotidanalogasynthese.
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Die
schützende
Gruppe DMT wurde zur 5'-O-Position
des 2'-O-Methylribonukleosidanalogons
in der Anwesenheit von Pyridin hinzugefügt. Das resultierende 5'-O-DMT-geschützte Analogon
wurde mit TBDMS-Triflat in THF zur Reaktion gebracht, was in der
Addition der TBDMS-Gruppe an das 3'-O-Ende des Analogons resultierte. Die
5'-DMT-Gruppe wurde
dann mit TCAA entfernt, um eine freie OH-Gruppe an der 5'-Position des 2'-O-Methylribonukleosidanalogons
zu ergeben, gefolgt von der Addition von MeNPoc-Cl in der Anwesenheit
von Pyridin, um ein 5'-O-MeNPoc-3'-O-TBDMS-2'-O-Methylribonukleosidanalogon
zu ergeben. Die TBDMS-Gruppe wurde dann durch Reaktion mit NaF entfernt
und die 3'-OH-Gruppe
wurde unter Verwendung von Standardtechniken phosphityliert.
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Zwei
andere potentielle Strategien resultierten nicht in hohen spezifischen
Ausbeuten von 5'-O-MeNPoc-2'-O-Methylribonukleosid.
In der ersten wurde ein weniger reaktives MeNPoc-Derivat synthetisiert durch Reaktion
von MeNPoc-Cl mit N-Hydroxy-Succimid, um MeNPoc-NHS zu ergeben.
Es wurde gefunden, dass diese weniger reaktive photospaltbare Gruppe
(MeNPoc-NHS) ausschließlich
mit dem 3'-Hydroxyl
auf dem 2'-O-Methylribonukleosidanalogon
reagiert. In der zweiten Strategie wurde ein Organotin-Schutzschema verwendet.
Dibutyltinoxid wurde mit dem 2'-O-Methylribonukleosideanalogon
zur Reaktion gebracht, gefolgt von einer Reaktion mit MeNPoc. Sowohl
5'-O-MeNPoc als
auch 3'-O-MeNPoc-2'-O-Methylribonukleosidanaloga wurden
erhalten.
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Beispiel 5: Hybridisierung
an mit 2-Amino-2'-Desoxyadenosin
(D) substituierten Oligodesoxynukleotidsonden mit gemischter Sequenz
-
Um
die Auswirkung einer 2-Amino-2'-Desoxyadenosin(D)-Substitution
in einer heterogenen Sondensequenz zu testen, wurden zwei 4 × 4 Oligodesoxynukleotidarrays
konstruiert unter Verwendung der VLSIPSTM-Methodologie
und 5'-O-MeNPOC-geschützten Desoxynukleosid-Phosphoramiditen.
Jedes Array setzte sich aus dem folgenden Satz von auf der Sequenz
(3')-CATCGTAGAA-(5') (SEQ ID NR:1) basierenden
Sonden zusammen:
- 1. -(HEG)-(3')-CATN IGTAGAA-(5') (SEQ ID NR:14)
- 2. -(HEG)-(3')-CATCN 2TAGAA-(5') (SEQ ID NR:15)
- 3. -(HEG)-(3')-CATCGN 3AGAA-(5') (SEQ ID NR:16)
- 4. -(HEG)-(3')-CATCGTN 4GAA-(5') (SEQ ID NR:17)
wobei
HEG = Hexaethylenglykol-Linker, und N entweder
A,G,C oder T ist, so dass Sonden erhalten werden, welche einzelne,
an jedem der vier zentralen Orte in der Sequenz eingeführte Fehlpaarungen
enthalten. Das erste Sondenarray wurde mit allen natürlichen
Basen konstruiert. Im zweiten Array wurde 2-Amino-2'-Desoxyadenosin (D)
anstelle von Adenosin (A) verwendet. Beide Arrays wurden mit einem
5'-Fluoreszein-markierten Oligodesoxynukleotidtarget,
(5')-F1-d(CTGAACGGTAGCATCTTGAC)-(3') (SEQ ID NR:18),
hybridisiert, welches eine zu der Basensonde komplementäre Sequenz
(fettgedruckt) enthielt. Die Hybridisierungsbedingungen waren: 10
nM Target in 5 × SSPE
Puffer bei 22°C
mit Anregung. Nach 30 Minuten wurde der Chip auf die Fließzelle eines
konfokalen Laserscanner-Fluoreszenzmikroskops montiert; kurz mit
5 × SSPE
Puffer bei 22°C gespült und danach
wurde ein Oberflächenfluoreszenzbild
aufgenommen.
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Die
relative Effizienz der Hybridisierung des Targets an die komplementären und
Einzelbasen-Mismatch-Sonden wurde bestimmt, indem die durchschnittliche
gebundene Oberflächenfluoreszenzintensität in den
Bereichen des Arrays, welche die einzelnen Sondensequenzen enthielten,
verglichen wurde. Die Ergebnisse (3) zeigen,
dass eine 2-Amino-2'-Desoxyadenosin(D)-Substituierung
in einer heterogenen Sondensequenz relativ neutral ist und unter
Bedingungen, bei denen das Target im Überfluss vorliegt und die Sonden
gesättigt
sind, nur geringe Auswirkungen auf entweder die Signalintensität oder die
Spezifität
der DNA-DNA-Hybridisierung hat.
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Beispiel 6: Hybridisierung
an eine mit 2-Amino-2'-Desoxyadenosin
(D) substituierte dA-Homopolymer-Oligodesoxynukleotidsonde
-
Das
folgende Experiment wurde durchgeführt, um die Hybridisierung
von 2'-Desoxyadenosin, enthaltende
Homopolymerarrays, mit 2-Amino-2'-Desoxyadenosin-Homopolymerarrays
zu vergleichen. Das Experiment wurde mit zwei 11-mer-Oligodesoxynukleotidsonden
enthaltenden Arrays durchgeführt.
Zwei 11-mer-Oligodesoxynukleotid-Sondensequenzen
wurden auf einem Chip unter Verwendung von 5'-O-MeNPOC-geschützten Nukleosidphosphoramiditen
und der standardgemäßen VLSIPSTM-Methodologie
synthetisiert.
-
Die
Sequenz der ersten Sonde war:
(HEG)-(3')- d(AAAAANAAAAA)-(5') (SEQ ID NR:19);
wobei HEG = Hexaethylenglylol-Linker
und N entweder A,G,C oder T
ist. Die zweite Sonde war identisch, außer das dA durch 2-Amino-2'-Desoxyadenosin (D)
ersetzt wurde. Der Chip wurde mit einem 5'-Fluoreszein-markierten Oligodesoxynukleotidtarget,
(5')-F1-d(TTTTTGTTTTT)-(3') (SEQ ID NR:20)
hybridisiert, welches eine zu den Sondensequenzen mit N=C komplementäre Sequenz
enthielt. Die Hybridisierungsbedingungen waren 10 nM Target in 5 × SSPE Puffer
bei 22°C
mit Bewegung.
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Nach
15 Minuten wurde der Chip auf die Fließzelle eines konvokalen Laserscanner-Fluoreszenzmikroskops
montiert, kurz mit 5 × SSPE
Puffer bei 22°C
(niedrige Stringenz) gespült
und ein Oberflächenfluoreszenzbild
wurde aufgenommen. Die Hybridisierung an den Chip wurde für weitere
5 Stunden fortgesetzt und ein Oberflächenfluoreszenzbild wurde erneut
aufgenommen. Schließlich
wurde der Chip kurz mit 0,5 × SSPE (hohe
Stringenz) und danach mit mit 5 × SSPE gewaschen und erneut
gescannt.
-
Die
relative Effizienz der Hybridisierung des Targets an die komplementären und
Einzelbasen-Mismatch-Sonden wurde bestimmt, indem die durchschnittliche
gebundene Oberflächenfluoreszenzintensität in den
Bereichen des Arrays, welche die einzelnen Sondensequenzen enthielten,
verglichen wurde. Die Ergebnisse (4) zeigen,
dass eine Substituierung von 2'-Desoxyadenosin
mit 2-Amino-2'-Desoxyadenosin
in einer d(A)n-homopolymeren Sondensequenz zu einer
signifikanten Verstärkung
der spezifischen Hybridisierung an eine komplementäre Oligodesoxynukleotidsequenz
führt.
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Beispiel 7: Hybridisierung
an mit 5-Propynyl-2'-Desoxyuridin
(P) und 2-Amino-2'-Desoxyadenosin (D)
substituierte alternierende A-T-Oligodesoxynukleotidesonden
-
Im
Handel erhältliche
5'-DMT-geschützte 2'-Desoxynukleosid/-nukleosidanaloga-Phosphoramidite (Glen
Research) wurden verwendet, um zwei Dekanukleotidsonden auf getrennten
Bereichen auf einem Chip unter Verwendung des VLSIPSTM-Verfahrens
zu synthetisieren. In diesem Verfahren wird ein Glassubstrat anfangs
mit einem terminal MeNPOC-geschützten
Hexaethylenglykol-Linker modifiziert. Das Substrat wurde durch eine
Maske dem Licht in einem Schachbrettmuster ausgesetzt, um die schützende Gruppe
von dem Linker zu entfernen.
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Die
erste Sondensequenz wurde dann in dem belichteten Bereich unter
Verwendung von DMT-Phosphoramiditen mit Säure-Deprotektionszyklen synthetisiert
und die Sequenz wurde schließlich
mit (MeO)2PNiPr2/Tetrazol "gecapped", gefolgt von einer
Oxidation. Eine zweite Schachbrett-Belichtung in einem anderen (zuvor
nicht belichteten) Bereich des Chips wurde dann durchgeführt und
die zweite Sondensequenz wurde mittels des gleichen Verfahrens synthetisiert.
Die Sequenz der ersten "Kontroll"-Sonde war:
-(HEG)-(3')-CGCGCCGCGC-(5') (SEQ ID NR:21);
und die Sequenz der zweiten Sonde war eine der folgenden:
- 1. -(HEG)-(3')-d(ATATAATATA)-(5') (SEQ ID NR:22)
- 2. -(HEG)-(3')-d(APAPAAPAPA)-(5') (SEQ ID NR:23)
- 3. -(HEG)-(3')-d(DTDTDDTDTD)-(5') (SEQ ID NR:24)
- 4. -(HEG)-(3')-d(DPDPDDPDPD)-(5') (SEQ ID NR:25)
wobei
HEG = Hexaethylenglykol-Linker, A = 2'-Desoxyadenosin, T = Thymidin, D = 2-Amino-2'-Desoxyadenosin und
P = 5-Propynyl-2'-Desoxyuridin.
Jeder Chip wurde dann in einer Lösung
eines fluoreszeinmarkierten Oligodesoxynukleotidtarget, (5')-Fluoreszein-d(TATATTATAT)-(HEG)-d(GCGCGGCGCG)-(3') (SEQ ID NR:26 und
SEQ ID NR:27), hybridisiert, welches zu sowohl der A/T- als auch
der G/C-Sonde komplementär
ist. Die Hybridisierungsbedingungen waren: 10 nM Target in 5 × SSPE Puffer
bei 22°C
mit sanftem Schütteln.
Nach 3 Stunden wurde der Chip auf die Fließzelle eines konfokalen Laserscanner-Fluoreszenzmikroskops
montiert, kurz mit 5 × SSPE
Puffer bei 22°C
gespült
und ein Oberflächenfluoreszenzbild
wurde aufgenommen. Die Hybridisierung an den Chip wurde über Nacht
fortgesetzt (Gesamthybridisierungszeit = 20 Stunden) und ein Oberflächenfluoreszenzbild
wurde erneut aufgenommen.
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Die
relative Effizienz der Hybridisierung des Targets an die A/T- und
substituierten A/T-Sonden
wurde bestimmt, indem die durchschnittliche gebundene Oberflächenfluoreszenzintensität in den
Bereichen des Arrays, welche die A/T- oder substituierte Sonde enthielten,
mit der an der G/C Kontrollsondensequenz gebundenen Fluoreszenzintensität verglichen
wurde. Die Ergebnisse (5) zeigen, dass 5-Propynyl-dU- und 2-Amino-dA-Substituierung
in einer A/T-reichen Sonde die Affinität eines Oligonukleotidanalogons
für komplementäre Zielsequenzen
signifikant verstärkt.
Die unsubstituierte A/T-Sonde konnte nur 20% der Targetmenge wie
die all-G/C-Sonde der gleichen Länge
binden, während
die D- & P-substituierte
A/T-Sonde beinahe so viel (90%) wie die G/C-Sonde binden konnte.
Darüber
hinaus ist die Hybridisierungskinetik so beschaffen, dass, zu frühen Zeitpunkten,
die Targetmenge, welche an die substituieren A/T-Sonden gebunden ist, größer ist
als die Menge, welche an die all-G/C-Sonde gebunden ist.
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Beispiel 8: Hybridisierung
an mit 7-Deaza-2'-Desoxyguanosin
(ddG) und 2'-Desoxyinosin
(dI) substituierte Oligodesoxynukleotidsonden
-
Ein
16 × 64
Oligonukleotidarray wurde unter Verwendung der VLSIPSTM-Methodologie
mit 5'-O-MeNPOC-geschützten Nukleosidphosphoramiditen
einschließlich
der Analoga ddG und dI konstruiert. Das Array setzte sich aus dem
Sondensatz zusammen, welcher durch die folgende Sequenz repräsentiert
wird:
-(linker)-(3')-
d(A T G T T G1 G2 G3 G4 G5 C G G G T) -(5'); (SEQ ID NR: 28)
wobei die unterstrichenen
Basen fixiert sind und die fünf
internen Desoxyguanosine (G1-5) mit G, ddG,
dI und T in allen möglichen
Kombinationen (1024 insgesamt) substituiert werden. Ein am 5'-Ende mit Fluoreszein markiertes
komplementäres
Oligonukleotidtarget:
(5')-F1-d(CAATACAACCCCCGCCCATCC)-(3')(SEQ ID NO:29),wurde
an das Array hybridisiert. Die Hybridisierungsbedingungen waren:
5 nM Target in 6 × SSPE
Puffer bei 22°C
unter Schütteln.
Nach 30 Minuten wurde der Chip auf die Fließzelle eines Affymetrix konfokalen
Laserscanner-Fluoreszenzmikroskops montiert, einmal mit 0,25 × SSPE Puffer
bei 22°C
gespült
und danach wurde ein Oberflächenfluoreszenzbild
aufgenommen.
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Die "Effizienz" der Targethybridisierung
an jede Sonde des Arrays ist proportional zur gebundenen Oberflächenfluoreszenzintensität in dem
Bereich des Chips, wo die Sonde synthetisiert wurde. Die relativen Werte
für eine
Untergruppe von Sonden (die, die nur dG- > ddG und dG- >dI-Substituierungen enthalten) sind in 6 gezeigt.
Substituierungen von Guanosin mit 7-Deazaguanosin innerhalb der
internen Reihe von fünf Gs
führt zu
einer signifikanten Verstärkung
in der Fluoreszenzsignalintensität,
welche die Hybridisierung misst. Desoxyinosin-Substituierungen verstärken ebenfalls
die Hybridisierung an die Sonde, aber in einem geringeren Ausmaß. In diesem
Beispiel wird die beste gesamte Verstärkung realisiert, wenn die
dG-"Reihe" zu ~ 40-60% mit
7-Deaza-dG substituiert wird, wobei die Substituierungen gleichmäßig über die
ganze Reihe verteilt sind (beispielsweise alternierendes dG/deaza-dG).
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Beispiel 9: Synthese von
5'-MeNPOC-2'-Desoxyinosine-3'-(N,N-Diisopropyl-2-Cyanoethyl)
Phosphoramidit
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2'-Desoxyinosin (5,0
g, 20 mmol) wurde aufgelöst
in 50 ml trockenem DMF und 100 ml trockenes Pyridin wurde hinzugegeben
und dreimal verdampft, um die Lösung
zu trocknen. Weitere 50 ml Pyridin wurden zugegeben, die Lösung wurde
unter Argon auf –20°C abgekühlt und
13,8 g (50 mmol) MeNPOC-Chlorid in 20 ml trockenem DCM wurde dann
tropfenweise unter Rühren über 60 Minuten
zugegeben. Nach 60 Minuten wurde das Kältebad entfernt und die Lösung wurde über Nacht
bei Raumtemperatur bewegt. Pyridin und DCM wurden durch Verdampfen
entfernt, 500 ml Ethylacetat wurden zugegeben und die Lösung wurde
zweimal mit Wasser und dann mit Sole gewaschen (jeweils 200 ml).
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Die
wässrigen
Waschflüssigkeiten
wurden kombiniert und zweimal mit Ethylacetat zurück extrahiert und
dann wurden alle organischen Schichten kombiniert, mit Na2SO4 getrocknet und
im Vakuum verdampft. Das Produkt wurde aus DCM re-kristallisiert,
um 5,0 g (50% Ausbeute) reines 5'-O-MeNPOC-2'-Desoxyinosin als
einen gelben Feststoff (99% Reinheit, gemäß 1H-NMR – und HPLC-Analyse)
zu erhalten.
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Das
MeNPOC-Nukleosid (2,5 g, 5,1 mmol) wurde in 60 ml trockenem CH3CN suspendiert und phosphityliert mit 2-Cyanoethyl-N,N,N',N'-Tetraisopropylphosphorodiamidit
(1,65 g/1,66 ml; 5,5 mmol) und 0,47 g (2,7 mmol) Diisopropylammoniumtetrazolid,
gemäß dem veröffentlichten
Verfahren laut Barone, et al. (Nucleic Acids Res. (1984) 12, 4051-61).
Das rohe Phosphoramidit wurde mittels Blitzchromatographie auf Silicagel
gereinigt (90:8:2 DCM-MeOH-Et3N), zweimal
co-verdampft mit anhydriertem Acetonitril und für ~24 Stunden im Vakuum getrocknet,
um 2,8 g (80%) des reinen Produkts als gelben Feststoff (98% Reinheit,
wie bestimmt durch 1H/31P-NMR
und HPLC) zu erhalten.
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Beispiel 10: Synthese
von 5'-MeNPOC-7-Deaza-2'-Desoxy(N2-Isobutyryl)-Guanosin-3'-(N,N-Diisopropyl-2-Cyanoethyl)-Phosphoramidit.
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Das
geschützte
Nukleosid 7-Deaza-2'-Desoxy(N2-
Isobutyryl)Guanosin (1,0 g, 3 mmol; Chemgenes Corp., Waltham, MA,
USA) wurde durch dreimaliges co-Verdampfen mit 5 ml anhydriertem
Pyridin getrocknet und aufgelöst
in 5 ml trockenem Pyridin-DCM (75:25 nach Volumen).
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Die
Lösung
wurde unter Argon auf –45°C abgekühlt (Trockeneis/CH3CN) und eine Lösung von 0,9 g (3,3 mmol) MeNPOC-Cl
in 2 ml trockenem DCM wurde dann tropfenweise unter Rühren zugegeben.
Nach 30 Minuten wurde das Kältebad
entfernt und die Lösung
wurde über
Nacht bei Raumtemperatur bewegt. Die Lösungsmittel wurden verdampft
und das Rohmaterial wurde mittels Blitzchromatographie auf Silicagel
gereinigt (2,5%–5%
MeOH in DCM), um 1,5 g (88% Ausbeute) 5'-MeNPOC-7-Deaza-2'-Desoxy(N2-Isobutyryl)Guanosin als einen
gelben Schaum zu erhalten. Das Produkt war gemäß 1H-NMR-
und HPLC-Analyse zu 98% rein.
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Das
MeNPOC-Nukleosid (1,25 g, 2,2 mmol) wurde phosphityliert gemäß dem veröffentlichten
Verfahren nach Barone, et al. (Nucleic Acids Res. (1984) 12, 4051-61).
Das Rohprodukt wurde mittels Blitzchromatographie auf Silicagel
gereinigt (60:35:5 Hexanethylacetat-Et3N),
zweimal co-verdampft mit anhydriertem Acetonitril und im Vakuum
für ~24
Stunden getrocknet, um 1,3 g (75%) reines Produkt als gelben Feststoff
(98% Reinheit, wie bestimmt durch 1H/31P-NMR und HPLC) zu erhalten.
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Beispiel 11: Synthese
von 5'-MeNPOC-2,6-Bis(Phenoxyacetyl)-2,6-Diaminopurin-2'-Desoxyribosid-3'-(N,N-Diisopropyl-2-Cyanoethyl)Phosphoramidit.
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Das
geschützte
Nukleosid 2,6-Bis(Phenoxyacetyl)-2,6-Diaminopurin-2'-Deoxyriboside (8
mmol, 4,2 g) wurde durch zweimaliges co-Verdampfen von anhydriertem
Pyridin getrocknet, aufgelöst
in 2:1 Pyridin/DCM (17,6 ml) und dann auf –40°C abgekühlt. MeNPOC-Chloride (8 mmol,
2,18 g) wurde aufgelöst
in DCM (6,6 mls) und tropfenweise zum Reaktionsgemisch hinzugefügt. Die
Reaktion wurde über
Nacht unter langsamer Erwärmung
auf Zimmertemperatur bewegt.
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Nachdem
die Reaktion über
Nacht bewegt worden war, wurden weitere 2 mmol (0,6 g) in DCM (1,6 ml)
bei –40°C hinzugefügt und für zusätzliche
6 Stunden oder so lange, bis kein unreagiertes Nukleosid mehr anwesend
war, bewegt. Das Reaktionsgemisch wurde bis zur Trockenheit verdampft
und der Rest wurde in Ethylacetat aufgelöst und zweimal mit Wasser gewaschen,
gefolgt von einem Waschschritt mit gesättigtem Natriumchlorid. Die
organische Schicht wurde mit MgSO4 getrocknet
und zu einem gelben Feststoff verdampft, welcher mittels Blitzchromatographie
in DCM unter Verwendung eines Methanolgradienten gereinigt wurde, um
das gewünschte
Produkt in 51%iger Ausbeute zu eluieren.
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Das
5'-MeNPOC-Nukleosid
(4,5 mmol, 3,5 g) wurde phosphityliert gemäß dem veröffentlichten Verfahren laut
Barone, et al. (Nucleic Acids Res. (1984) 12, 4051-61). Das Rohprodukt
wurde mittels Blitzchromatographie auf Silicagel gereinigt (99:0,5:0,5
DCM-MeOH-Et3N). Die zusammengefügten Anteile wurden zu einem Öl verdampft,
wieder aufgelöst
in einer Mindestmenge von DCM, durch die Addition von 800 ml eiskalten
Hexans ausgefällt,
gefiltert und dann im Vakuum für
~24 Stunden getrocknet.
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Die
gesamte Ausbeute betrug 56%, bei mehr als 96% Reinheit durch HPLC
und 1H/31P-NMR.
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Beispiel 12: 5'-O-MeNPOC-geschützte Phosphoramidite
zur Integration von 7-Deaza-2'-Desoxyguanosin und 2'-Desoxyinosin in
VLSIPSTM Oligonukleotidarrays
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VLSIPSTM-Oligonukleotidarrays, in welchen alle
oder eine Untergruppe von allen Guanosinresten mit 7-Deaza-2'-Dedoxyguanosin und/oder
2'-Desoxyinosin
substituiert sind, sind höchst
wünschenswert.
Das liegt daran, dass guaninreiche Bereiche von Nukleinsäuren sich
zu mehrsträngigen
Strukturen zusammenschließen.
Beispielsweise schließen
sich kurze Abschnitte von G-Resten in RNA und DNA für gewöhnlich zu
tetrameren Strukturen zusammen (Zimmermann et al. (1975) J. Mol.
Biol. 92: 181; Kim, J. (1991) Nature 351: 331; Sen et al. (1988)
Nature 335: 364; und Sunquist et al. (1989) Nature 342: 825).
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Dies
stellt für
auf Chiphybridisierung basierende Assays das Problem dar, dass solche
Strukturen mit der normalen Hybridisierung zwischen komplementäre Nukleinsäuresequenzen
konkurrieren oder in sie eingreifen können. Durch Substituierung
des 7-Deaza-G-Analogons in G-reiche Nukleinsäuresequenzen, insbesondere
an einer oder mehreren Stellen innerhalb einer Reihe von G-Resten,
wird die Tendenz solcher Sonden, Strukturen höherer Ordnung zu bilden, jedoch
unterdrückt,
während
in doppelsträngigen
Strukturen im wesentlichen die gleiche Affinität und Sequenzspezifität beibehalten
wird. Dies wurde ausgenutzt, um die Bandenkompression in Sequenzierungsgelen
zu reduzieren (Mizusawa, et al. (1986) N.A.R. 14: 1319), um die
Targethybridisierung an G-reiche Sondensequenzen in VLSIPSTM-Arrays zu verbessern. Unter Verwendung
von Inosin werden ähnliche
Ergebnisse erzielt (siehe auch Sanger et al. (1977) P.N.A.S. 74:
5463).
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Zur
leichten Eingliederung von 7-Deaza-2'-Desoxyguanosin und 2'-Desoxyinosin in
Oligonukleotidarrays unter Verwendung von VLSIPS
TM-Verfahren
wird ein Nukleosid-Phosphoramidit
konstruiert, welches die Analoga-Base mit einer 5'-O'-MeNPOC-schützenden
Gruppe umfasst. Dieser Baustein wurde gemäß Schema I aus im Handel erhältlichen Nukleosiden
vorbereitet. Diese Amidite bestehen die üblichen Tests für Kopplungseffizienz
und Photolyserate. Schema
I
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Obwohl
die vorangehende Erfindung zum Zweck der besseren Verständlichkeit
durch Figuren und Beispiele detailliert beschrieben wurde, kann
sie dennoch modifiziert werden, ohne dass dadurch vom Sinngehalt oder
Umfang der angehängten
Patentansprüche
abgewichen würde. SEQUENZPROTOKOLL