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Die
vorliegende Erfindung betrifft neue bakterielle Rezeptorstrukturen,
die aus natürlichen
bakteriellen Rezeptorstrukturen stammen, die in Bezug auf Aminosäurereste
modifiziert wurden, welche an der ursprünglichen Interaktionsfunktion
beteiligt sind, wodurch die ursprüngliche Interaktionsfunktion
wesentlich gehemmt oder durch eine modifizierte, auf einen gewünschten
Interaktionspartner gerichtete Interaktionsfunktion ersetzt wurde.
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Verschiedene
Bakterien, von denen bekannt ist, dass sie Säuger befallen, haben Oberflächenproteine gebildet,
die in der Lage sind, an eine Reihe von Substanzen zu binden, einschließlich wirtsspezifischer
Kohlenhydrate und Proteine. Mehrere solche Rezeptoren aus grampositiven
bakteriellen Krankheitserregern wurden isoliert und ausführlich charakterisiert,
wie nachstehend gezeigt wird. Am besten Charakterisiert sind die Fc-Rezeptoren,
die nach der Fähigkeit
benannt sind, an den konstanten Fc-Teil von IgG zu binden. Die Fc-Rezeptoren
wurden aufgrund von Bindungsexperimenten mit IgG, das aus verschiedenen
Säugern
stammte, und Subklassen davon in die sechs Typen I bis VI eingeteilt.
Der Rezeptor aus S. aureus, Protein A [SPA], der den Typ-I-Rezeptor definiert,
wurde in zahlreichen Studien untersucht.
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SPA
bindet an IgG aus den meisten Säugerarten,
einschließlich
Mensch. Von den vier Subklassen des menschlichen IgG bindet SPA
an IgG1 und IgG4, zeigt jedoch eine sehr geringe Wechselwirkung
mit IgG3 [Eliasson, M., et al., 1989, J. Biol. Chem. 9: 4323–4327].
Diese Pseudoimmunreaktion wurde mehr als 20 Jahre zum Herstellen
und Nachweisen von Antikörpern
in diagnostischen, Forschungs- und therapeutischen Anwendungen eingesetzt.
Durch Clonieren, Sequenzieren und Exprimieren in E. coli von definierten
Fragmenten des SPA-Gens wurde eine hoch-repetitive Organisation
aufgedeckt, mit fünf
IgG-bindenden Domänen [E-D-A-B-C],
einer Zellwand-überspannenden
Region und einer Membranankersequenz [XM] [Uhlen, M., et al., 1984,
J. Biol. Chem. 259: 1695–1702;
Moks, T., et al., 1986, Eur. J. Biochem. 156: 637–643]. Eine
ungeheuer große
Zahl von Plasmidvektoren wurde konstruiert, die Genfusionen mit
verschiedenen Fragmenten des Gens möglich machen, so dass in verschiedenen
Wirten Fusionspro teine hergestellt werden können [Nilsson, B., und Abrahmsen,
L., 1990, Meth. Enz. 185: 144–161]
(2a).
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Die
Struktur eines Komplexes zwischen menschlichem Fc [IgG1] und einer
einzelnen Domäne
[B] von SPA wurde durch Röntgenkristallographie
bei einer Auflösung
von 2,8 Å bestimmt
[Deisenhofer, J., et al., 1981, Biochemistry 20: 2361–2370].
Aufgrund dieser Struktur und weiterer Informationen aus NMR-Experimenten kann
die B-Domäne als eine
kompakte Struktur angesehen werden, die aus drei antiparallelen α-Helices besteht,
welche mit Schleifen verbunden sind. An der Fc-Bindung, die sowohl
elektrostatischer als auch hydrophober Natur ist, sind nur Seitenketten
von Resten aus den Helices 1 und 2 beteiligt, während die dritte Helix nicht
zur Bindung beiträgt.
Basierend auf dieser Domäne
B wurde eine synthetische IgG-bindende Domäne [Z] konstruiert [Nilsson,
B., et al., 1987, Prot. Eng. 1: 107–113], die als Fusionspartner
zum Herstellen von rekombinanten Proteinen geeignet ist, wodurch
eine Reinigung durch IgG-Affinitätschromatographie
möglich
wird. Die hohe Löslichkeit
und die stabile Struktur der Domäne
Z wurden zum Herstellen, Reinigen und Renaturieren einer großen Zahl
von rekombinanten Proteinen genutzt [Josephsson, S., und Bishop,
R., Trends Biotechnol. 6: 218–224;
Samuelsson, E., et al., 1991, Bio. Technol. 9: 363–366].
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Streptococcus-Stämme der
serologischen Gruppen C und G zeigen ein Bindungsrepertoire für Säuger-IgGs,
einschließlich
des menschlichen IgG3, das sogar noch breiter ist als für den Typ-I-Rezeptor.
Für diesen
Typ-III-Rezeptor aus Streptococcus der Gruppe G wurde der Name Protein
G vorgeschlagen. Im Jahr 1986 berichteten Olsson und Mitarbeiter über das
Clonieren und Sequenzieren des Gens aus Streptococcus der serologischen
Gruppe G [G148] [Guss, B., et al., 1987, EMBO J. 5: 1567–1575; Olsson,
A., et al., 1987, Eur. J. Biochem. 168: 319–324]. In Analogie mit SPA
ist SPG ein repetitiv angeordnetes Molekül, das eine IgG-bindende Region
aus drei homologen Domänen
[C1, C2, C3] umfasst, zwischen denen kleinere D-Regionen liegen
(2A). SPG zeigt im Vergleich
zu SPA ein anderes Bindungsspektrum für Immunglobuline aus unterschiedlichen
Arten und Subklassen davon. Die IgG-bindenden Domänen von
Protein G werden nun verbreitet als ein immunologisches Hilfsmittel
eingesetzt, d. h. in der Affinitätsreinigung
von monoclonalen Antikörpern.
Durch das Herstellen von durch DNA-Technologie konstruierten Subfragmenten
wurde gezeigt, dass eine einzelne C-Region für die vollständige IgG-Bindung
ausreicht. Kürzlich
wurde die Struktur für
einen Komplex zwischen der C1-Domäne aus SPG und menschlichem
Fc durch Röntgenkristallographie
bestimmt (2B). Hierdurch
wird gezeigt, dass SPG an die CH2-CH3-Grenzfläche bindet, jedoch im Vergleich
zu SPA an einer anderen Stelle. Die Bindung ist hauptsächlich elektrostatischer
Natur, dies steht im Gegensatz zu der starken Beteiligung von hydrophoben
Kräften,
die bei der SPA-Fc-Interaktion zu sehen sind. Außerdem unterscheidet sich die
3-D-Struktur von C1 von der Röntgenstruktur darin,
dass sie aus zwei β-Faltblättern besteht, die
mit einer α-Helix
verbunden sind [ββ-α-ββ]. Die Reste
von C1, die gemäß der Struktur
an der Bindung beteiligt sind, entsprechen der α-Helix, der Schleife und dem
folgenden β-Faltblatt.
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Eine
weitere Aktivität
von SPG besteht in der Fähigkeit,
Serumalbumin zu binden. Die Bindungsstärke ist von der Art abhängig, wobei
SPG unter den getesteten Proben am stärksten an das Serumalbumin
aus Ratte, Mensch und Maus bindet. Durch Herstellen und Bindungsstudien
von Subfragmenten von SPG kann gezeigt werden, dass die zwei Bindungsaktivitäten strukturell
getrennt sind und dass die Serumalbuminbindende Funktion an der
repetitiven A-B-Region liegt [Nygren et al., 1990, Eur. J. Biochem.
193: 143–148].
Diese Region wurde für
verschiedene biotechnologische Zwecke verwendet. Rekombinante Proteine
wurden als Fusionen mit einer Region hergestellt, die eine Reinigung
durch Affinitätschromatographie
möglich
macht, wobei am häufigsten
menschliches Serumalbumin als immobilisierter Ligand verwendet wurde.
Proteine, die sich als proteolytisch empfindlich erwiesen, wurden
als „doppelte
Affinitäts-Fusionen" hergestellt, worin
sie von zwei verschiedenen Affinitäts-Schwänzen flankiert sind, die von
SPA bzw. SPG stammen. Somit sind Reinigungsschemata möglich, bei
denen sowohl der N- als auch der C-Terminus eingesetzt wird, wodurch
sichergestellt wird, dass ein intaktes Zielprotein gewonnen wird
[Hammarberg et al., 1989, Proc. Natl. Acad. Sciences USA 86: 4367–4371].
Die starke und spezifische Bindung an Serumalbumin wurde auch eingesetzt,
um therapeutische Proteine in vivo zu stabilisieren.
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Durch
das Herstellen eines Komplexes mit dem langlebigen Serumalbumin
verbleibt der Rezeptor im Kreislauf (Macaque-Affen), und zwar mit
einer Halbwertszeit, die in der Nähe der Halbwertszeit für Serumalbumin
selbst liegt. Studien an Mäusen
mit dem für
die HIV/AIDS-Therapie interessanten, jedoch schnell ausgeschiedenen
T-Zell-Rezeptor
CD4 zeigten, dass er im Vergleich zu einem nicht-fusionierten Kontrollprotein wesentlich
stabilisiert war, wenn er mit der Serumalbumin-bindenden Region
fusioniert war [Nygren et al., 1971, Vaccines 91, Cold Spring Harbor
Press, 363–368].
Die langsame Clearance kann möglicherweise
durch das Bilden eines Komplexes mit Serumalbumin erklärt werden,
wodurch die Eliminierung durch die Leber und die Ausscheidung in
der Niere umgangen werden.
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Um
die minimale Ausdehnung zu bestimmen, die erforderlich ist, um die
Bindung an Serumalbumin aufrechtzuerhalten, wurden verschiedene
kleinere Fragmente der A-B-Region
hergestellt und analysiert. Das bisher kleinste Fragment mit einer
Serumalbumin-bindenden Aktivität
ist ein aus 46 Resten bestehendes Fragment [„B2A3"], das die Region A3 umfasst, flankiert
von 13 bzw. 9 Resten, die aus den Regionen B2 und S stammen.
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Aufgrund
von Homologie- und Bindungsstudien von anderen partiellen Fragmenten
wird SPG hinsichtlich der Bindung an Serumalbumin als dreiwertig
angesehen. Ähnlich
wie die einwertigen IgG-bindenden Domänen Z und C1 ist B2A3 relativ
klein und zeigt eine hohe Löslichkeit
und Stabilität,
weshalb es ein geeigneter Kandidat für eine Modifikation ist.
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Zusammenfassung
der Erfindung
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Der
Hauptzweck der vorliegenden Erfindung besteht darin, neue bakterielle
Rezeptorstrukturen bereitzustellen, indem natürliche bakterielle Rezeptoren
hinsichtlich ihrer ursprünglichen
Interaktionsfunktionen modifiziert werden, so dass neue Strukturen
entstehen, die modifizierte Interaktionsfunktionen aufweisen.
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Eine
weitere Aufgabe der Erfindung besteht darin, künstliche bakterielle Rezeptorstrukturen
bereitzustellen, die stabil und resistenter gegenüber verschiedenen
Bedingungen, z. B. erhöhten
Temperaturen, sind.
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Eine
weitere Aufgabe der Erfindung besteht darin, künstliche bakterielle Rezeptorstrukturen
bereitzustellen, deren Interaktionsfunktionen so modifiziert wurden,
dass sie zu anderen gewünschten
Interaktionspartnern geleitet werden.
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Mit
diesen und anderen Aufgaben, die aus der folgenden Beschreibung
ersichtlich sind, stellt die vorliegende Erfindung neue Proteine
bereit, die durch Mutagenese von Oberflächen-exponierten Aminosäuren von
Domänen
natürlicher
bakterieller Rezeptoren dieser Proteine erhalten werden können, wobei
sie ohne wesentlichen Verlust der Grundstruktur und Stabilität der natürlichen
bakteriellen Rezeptoren hergestellt werden. Diese Proteine wurden
vorzugsweise aus einer Proteinbank selektiert, die ein Repertoire
dieser neuen Proteine darstellt. In solchen neuen bakteriellen Rezeptorstrukturen
wurde mindestens ein Aminosäurerest,
der an der Interaktionsfunktion des ursprünglichen bakteriellen Rezeptors
beteiligt ist, einer Substitution durch einen anderen Aminosäurerest
unterworfen, so dass als Folge ein wesentlicher Verlust der ursprünglichen
Interaktionskapazität
auftritt und eine modifizierte Interaktionskapazität entsteht,
wobei die Substitution ohne wesentlichen Verlust der Grundstruktur
und Stabilität
des ursprünglichen
bakteriellen Rezeptors durchgeführt
wird.
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Der
bakterielle Rezeptor, der als Ausgangsmaterial für die Modifikation der Interaktionsfunktion
bakterieller Rezeptorstrukturen eingesetzt wird, stammt aus dem
Protein A von Staphylococcus.
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Um
die Stabilität
und die Eigenschaften der ursprünglichen
bakteriellen Rezeptorstruktur aufrechtzuerhalten, ist es gemäß der vorliegenden
Erfindung bevorzugt, dass die Substitution, die Aminosäurereste
einschließt,
die an der Interaktionsfunktion des ursprünglichen bakteriellen Rezeptors
beteiligt sind, nicht mehr als etwa 50% der Aminosäurereste
des ursprünglichen
bakteriellen Rezeptors umfasst. Es ist besonders bevorzugt, dass
nicht mehr als etwa 25% der Aminosäurereste des ursprünglichen
bakteriellen Rezeptors einer Substitution unterworfen werden.
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Hinsichtlich
der ursprünglichen
bakteriellen Rezeptorstrukturen, die für eine Modifikation ihrer Interaktionsfunktionen
ausgewählt
werden, ist es besonders bevorzugt, Rezeptoren zu verwenden, die
aus der IgG-bindenen Domäne
Z stammen.
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Um
die Stabilität
und Eigenschaften der ursprünglichen
Rezeptorstruktur, die einer Modifikation gemäß der vorliegenden Erfindung
unterworfen wird, so weit wie möglich
aufrechtzuerhalten, ist es bevorzugt, dass eine Substitution davon
nicht mehr als im Wesentlichen alle der Aminosäurereste umfasst, die an der
Interaktionsfunktion des ursprünglichen
bakteriellen Rezeptors beteiligt sind.
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Um
hinsichtlich der Stabilität
und Resistenz gegenüber
verschiedenen Bedingungen günstige
Eigenschaften zu erhalten, ist es bevorzugt, dass der bakterielle
Rezeptor gemäß der vorliegenden
Erfindung aus nicht mehr als etwa 100 Aminosäureresten besteht. Aus wissenschaftlichen
Berichten ist bekannt, dass Proteine mit einer relativ kleinen Größe ziemlich
resistent sind gegenüber
erhöhten
Temperaturen und auch gegenüber
einem niedrigen pH-Wert und bestimmten Chemikalien. Einzelheiten
zur Temperaturresistenz finden sich im Artikel von Alexander et
al., 1992, Biochemistry 31: 3597–3603.
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Hinsichtlich
der Modifikation der natürlichen
bakteriellen Rezeptorstruktur ist es bevorzugt, die Substitution
davon anhand eines gentechnischen Verfahrens durchzuführen, z.
B. durch postitionsgerichtete Mutagenese.
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Hinsichtlich
des Interaktionspartners des modifizierten natürlichen bakteriellen Rezeptors
ist eine Vielzahl von Substanzen denkbar, z. B. Proteine, Lipide,
Kohlenhydrate und anorganische Substanzen. Beispiele von Kohlenhydraten
sind Blutgruppen-Determinanten
und Krankheitserreger-spezifische Oligosaccharide.
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Hinsichtlich
von Proteinen sind denkbare Interaktionspartner IGF-1, IGF-II, hGH,
Faktor VIII, Insulin und Apolipoprotein und ihre entsprechenden
Rezeptoren als Interaktionspartner. Außerdem können durch Selektieren neuer
Rezeptorvarianten mit einer Spezifität für andere Faltungsformen von
Proteinen Affinitätsharze oder
analytische Hilfsmittel hergestellt werden, wodurch das Isolieren
von korrekt gefalteten Molekülen
erleichtert wird. Weitere Beispiele sind virale Hüllproteine,
bakterielle Antigene, Biotin und Zellmarker, z. B. CD34 und CD4.
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Obwohl
die vorliegende Erfindung bei ganz verschiedenen natürlichen
bakteriellen Rezeptoren angewendet werden kann, betrifft die folgende
ausführlichere
Erläuterung
der Erfindung die Verwendung der IgG-bindenden Domäne Z. Das
Konzept der vorliegenden Erfindung, das auf der Verwendung von künstlichen bakteriellen
Rezeptoren beruht, die auf den natürlichen Strukturen von natürlich vorkommenden
bakteriellen Rezeptoren basieren, bringt mehrere Vorteile mit sich.
So macht es die Erfindung möglich,
robuste und stabile, hoch-lösliche
und Sekretions-kompetente Rezeptoren zu verwenden. Dies steht im
Gegensatz zu früheren Techniken,
die auf der Verwendung von Polyclonalen und Monoclonalen, z. B.
für diagnostische
Zwecke, beruhen, die im Zusammenhang mit Lagerung, variierenden
Bedingungen, etwa variierenden Temperaturen usw., nicht sehr stabil
sind. Außerdem
macht es die Erfindung möglich,
natürliche
bakterielle Rezeptoren zu modifizieren, so dass gewünschte Interaktionskapazitäten für spezifische
Zwecke erhalten werden.
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Zum
Selektieren solcher funktionellen Varianten in einem großen Repertoire
muss ein leistungsfähiges Selektionssystem
verwendet werden. Neuentwicklungen auf diesem Fachgebiet bieten
alternative Verfahren. Eines der wichtigsten Hilfsmittel des Protein-Engineering,
das in den letzten Jahren entwickelt wurde, ist das Phagen-Display
von Proteinen. Durch DNA-Rekombinations-Techniken können einzelne
Phagenpartikel hergestellt werden, die auf ihrer Oberfläche ein
Protein tragen, das mit einem Phagen-Hüllprotein
fusioniert ist. Durch Panning aus einem großen Pool von Phagen, die unterschiedliche
Proteine oder Varianten eines spezifischen Proteins tragen, können spezifische
Phagenclone aussortiert werden, die ein bestimmtes Bindungsmerkmal
präsentieren
[WO92/20791 an Winter et al.]. Da das Phagenpartikel gepackte DNA
enthält,
welche die Phagen-Proteinkomponenten codiert, lässt sich ein Rückschluss
von der spezifischen Variante des präsentierten Proteins auf die
entsprechende genetische Information herstellen. Unter Verwendung
dieser Technik können
typischerweise 109 Phagenclone gleichzeitig
erzeugt und einem Panning zum Screenen nach gewünschten Merkmalen unterworfen
werden. Die Phagen-Display-Technik kann zum Selektieren sowohl von kleinen
Peptiden als auch von komplizierteren Proteinen, z. B. Antikörpern, Rezeptoren
und Hormonen, eingesetzt werden. Zum Selektieren von Proteinen,
die nicht sekretiert werden können,
wobei es sich um eine Voraussetzung für das Phagen-Display handelt,
wurden intrazelluläre
Systeme entwickelt, bei denen die Proteine der Bank mit einem Repressorprotein
mit Affinität
für eine
spezifische, vom Plasmid stammende Operatorregion fusioniert werden,
wodurch sich ein Rückschluss
von der spezifischen Proteinvariante auf das Plasmid, das sie codiert,
herstellen lässt.
Als Alternative zu den Phagen als Träger von Proteinbanken könnten auch
bakterielle Zellen verwendet werden. Kürzlich wurde das Präsentieren
(„Display") von rekombinanten Proteinen
auf der Oberfläche
von Staphylococcus xylosus gezeigt, das auf Fusionen mit der Zellwand-Ankerdomäne basierte,
wobei die Möglichkeit
eröffnet
wird, Repertoires von Proteinen für eine Affinitätsselektion spezifischer
Varianten zu präsentieren
[Hansson, M., et al., 1992, J. Bacteriology 174: 4239–4245].
Außerdem können Bindung
und Funktion von veränderten
Varianten eines Proteins vor dem Konstruieren des Gens, welches
das Protein codiert, theoretisch vorausgesagt werden, indem die
Struktur anhand graphischer Computersimulationen modelliert wird.
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Wie
vorstehend angegeben beschreibt die vorliegende Erfindung das Konstruieren
neuer Proteine, basierend auf der Mutagenese von Oberflächen-exponierten
Ami nosäuren
von Domänen,
die von bakteriellen Rezeptoren stammen. Diese künstlichen bakteriellen Rezeptoren
können
für verschiedene
Anwendungen unter Verwendung eines Phagen-Display-Systems ausgewählt werden.
Es gibt mehrere Vorteile bei der Verwendung bakterieller Rezeptoren
als strukturelle Gerüste.
Sie wurden entwickelt, um eine Bindungsfunktion zu exprimieren,
ohne die Gesamtstruktur zu zerstören.
Sie sind von Natur aus hoch-löslich,
robust gegenüber
unphysiologischen Bedingungen, z. B. pH-Wert und Hitze, Faltungs-effizient,
und sie sind außerdem
Sekretions-kompetent.
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Die
Erfindung kann auf mehreren verschiedenen Gebieten eingesetzt werden.
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Die
Einleitung des vorstehend angegebenen Patentbeschreibung WO92/20791
gibt einen ausgezeichneten Überblick über Antikörper und
ihre Strukturen. Besonders wird auf die Seite 1 davon Bezug genommen.
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Der
bakterielle Rezeptor SPA wurde verbreitet in der Antikörper-Technologie
zum Nachweisen und Reinigen von Antikörpern eingesetzt, z. B. aus
Hybridomüberständen und
Aszitesflüssigkeiten.
Jedoch werden nicht alle Antikörper
durch diese Rezeptoren erkannt, die von der Art und der Subklasse
abhängig
sind. Für die
kleineren Subfragmente von Antikörpern
(4) zeigen SPA und SPG
eine begrenzte Bindung, und effiziente Hilfsmittel für allgemeine
Reinigungsschemata fehlen. Jedoch können aus einem Repertoire von
mutierten Rezeptoren, umfassend SPA, möglicherweise Formen selektiert
werden, die eine breitere Affinität für Antikörper und Subfragmente davon
aufweisen.
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Die
komplexe strukturelle Organisation von Antikörpern hat eine Reihe von Folgen
für ihre
Verwendung in verschiedenen Anwendungen und auch für die Herstellung
rekombinanter Derivate. Bei der Verwendung in Immunosorbentien kann
die Anordnung von Untereinheiten, die durch Disulfidbindungen verbunden sind,
zu einem Auslaufen von freigesetzten schweren und leichten Ketten
aus Säulen
führen.
Die Notwendigkeit eines erfolgreichen Andockens der zwei zur Antigenbindungsstelle
beitragenden Untereinheiten macht es schwierig, kleine Subfragmente
mit einer schwachen Assoziation in Bakterien herzustellen. Die Faltung
des Antikörpers
ist von der Bildung von intra- und inter-kettigen Disulfidbindungen
abhängig,
die sich in der intrazellulären
Umgebung bakterieller Zellen nicht bilden können. Systeme für eine starke
intrazelluläre
Expression von rekombinanten Antikörpern führen zur Bildung von Einschlusskörpern, die
erst renaturiert werden müssen, um
die biologische Aktivität
herzustellen. Aufgrund dieser Einschränkungen lohnt ist es sich,
nach Alternativen für
die Verwendung als Proteindomänen
zu suchen, die zu einer spezifischen Bindung in der Lage sind, um
in einer großen
Zahl von Anwendungen die Antikörper
hierdurch ersetzen zu können.
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Die
CDR-Regionen, welche den Antigen-bindenden Teil eines Antikörpers darstellen,
bilden eine für das
Antigen verfügbare
Gesamtoberfläche
von etwa 800 Å2 mit typischerweise 10 bis 20 Resten aus
dem Antikörper,
die an der Bindung beteiligt sind. Unter Verwendung der durch Röntgenkristallographie
bestimmten Struktur des Komplexes zwischen einer einzelnen Domäne B von
SPA und menschlichem fc[IgG1] als Ausgangspunkt können etwa
15 Aminosäuren
der Domäne
bestimmt oder postuliert werden, die an dieser Bindung beteiligt
sind. Die Bindungsoberfläche
von etwa 600 Å2 liegt in der gleichen Größenordnung
wie der Bereich zwischen einem Antikörper und seinem Antigen. Durch
eine willkürliche
in vitro-Mutagenese dieser Positionen wird gleichzeitig eine große Bank
von Z-Varianten mit modifizierten Funktionseigenschaften erhalten. Angesichts
der Tatsache, dass die Regionen der Z-Domäne, welche das sehr stabile
sogenannte Drei-Helix-Bündel
ausmachen, in ihrer nativen Form beibehalten werden, werden Spektren
von Proteinen erzeugt, die als „künstliche Antikörper" angesehen werden
können
und die die erwartete hohe Löslichkeit
und die erwarteten ausgezeichneten Faltungseigenschaften aufweisen,
so dass sie in der Lage sind, an eine große Zahl von neuen Liganden
zu binden. Fusionen dieser künstlichen
Rezeptoren mit konstanten Regionen können konstruiert werden, um
bestimmte Effektorfunktionen zu erreichen, z. B. die Komplementbindung
oder das Auslösen einer
ADCC (Antikörper-abhängigen zellulären Zytotoxizität).
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Es
gibt mehrere mögliche
Vorteile, wenn die SPA-Struktur [Z] als Ausgangspunkt für solche „künstlichen
Antikörper" oder künstlichen
bakteriellen Rezeptoren verwendet wird. Im Zeitraum von etwa zehn
Jahren wurde eine große
Zahl von Proteinen als Fusionen mit SPA hergestellt, wobei man die
einmaligen Eigenschaften des Fusionspartners in der Expression,
Umfaltung und Reinigung nutzte. Bei diesen Anwendungen wurde gefunden,
dass die Z-Domäne
extrem löslich,
stabil gegen Proteasen, leicht in großen Mengen herzustellen und
zu einer korrekten Struktur faltbar ist, und zwar auch intrazellulär in E.
coli (keine Cysteine). Immunglobuline (Ig:s) sind im Wesentlichen
Tetramere, die aus sogenannten β-Faltblattstrukturen
bestehen, welche die Orientierung der Antigen-bindenden Schleifen
stabilisieren, die ihrerseits aus fortlaufenden Peptidsequenzen bestehen.
Dies muss mit der monomeren Z-Domäne verglichen werden, die aus
einem sogenannten Drei-Helix-Bündel
gebildet wird, das aus drei eng gepackten α-Helix-Strukturen besteht, wobei
gefunden wurde, dass die Fc-bindenden Aminosäuren in der Sequenz unzusammenhängend vorliegen,
im gefalteten Protein jedoch auf ein und derselben Bindungsoberfläche positioniert
sind. Dieser Unterschied hinsichtlich der Strukturelemente, die
an der Bildung der Bindungsoberfläche beteiligt sind, macht neue
mögliche
Konformationen realisierbar, die in natürlichen Antikörpern nicht
erhalten werden können.
Die Fähigkeit
von Z, auch unter den im Zytoplasma vorherrschenden Bedingungen
zu der nativen Struktur gefaltet zu werden, eröffnet die Möglichkeit, Derivat davon auch
klinisch einzusetzen. Gene, die künstliche Antikörper mit
z. B. einer Virus-neutralisierenden Fähigkeit codieren, können mit
Hilfe einer sogenann ten Gentherapie auf Zellen verteilt werden,
dies führt dazu,
dass die Infektion in einem frühen
Stadium unterbrochen wird.
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Beim
Herstellen von rekombinanten Proteinen ist die Reinigung des Produkts
meist ein Hauptproblem. Indem man das Zielprotein als eine Fusion
mit einem sogenannten Affinitätsschwanz
exprimiert, kann das Hybridprodukt effektiv und selektiv aus dem
Zelllysat oder in bestimmten Fällen
aus dem Kulturmedium durch Passage über eine Säule entfernt werden, die einen
immobilisierten Liganden enthält.
Verschiedene solche Genfusionssysteme wurden beschrieben, die auf
der Interaktion eines bestimmten Proteins mit einem Liganden beruhen.
Für gewerbliche
Anwendungen ist es häufig
wünschenswert,
die Säulen
zwischen den Läufen effektiv
zu reinigen, um die Vorschriften zu erfüllen, die von den Behörden an
die Reinheit gestellt werden. Abhängig von der Natur der Proteine
können
die häufig
für chemische
oder physikalische Matrizen, z. B. bei der Ionenaustausch-Chromatographie
und Gelfiltration, verwendeten relativ strengen Bedingungen (NaOH,
Säuren,
Hitze) normalerweise nicht eingesetzt werden. Hier ist die Verwendung
neuer Liganden von großer
Wichtigkeit, die auf stabilen Strukturen beruhen, die aus bakteriellen
Rezeptoren stammen. In diesem Zusammenhang ist die Z-Domäne von SPA
ein ausgezeichnetes Beispiel, da diese Domäne solchen schwierigen Bedingungen
unterworfen werden kann, z. B. einem pH-Wert von 1 oder einem Erhitzen
auf 80°C,
ohne dass eine nicht-reversible Denaturierung erfolgt (vgl. das
nachstehende Beispiel 2). Aus der Bank von z. B. Z-Varianten können interessante
Proteinprodukte selektiert werden, die zum Immobilisieren auf einer
Festphase für
die Affinitätschromatographie
verwendet werden können.
Diese Proteinliganden sind resistent gegenüber effektiven Reinigungsbedingungen
und können
somit wiederholt in einem großen
Maßstab
eingesetzt werden. Bei der herkömmlichen
Immun-Affinitätchromatographie,
wobei immobilisierte monoclonale Antikörper für die selektive Reinigung eines
bestimmten Produkts verwendet werden, gibt es Probleme mit dem Auslaufen
von Untereinheiten (schweren und leichten Ketten) des Antikörpers aus
der Säule,
da er aus vier Polypeptidketten besteht, die durch Cysteinbrücken verbunden
sind. Da die künstlichen
bakteriellen Rezeptoren nur aus einer Polypeptidkette bestehen,
wird dieses Problem hiermit vermieden. Ein bestimmter Interessenbereich
ist die Selektion für
eine Bindung an Kohlenhydrate. Für
Lektine, die Binder der Natur für
diese große
und wichtige Gruppe von Biomolekülen,
wurde gefunden, dass sie schwierig zu reinigen sind und eine begrenzte
Stabilität
aufweisen. Da sich die Herstellung von Antikörpern gegen Kohlenhydrate als
ziemlich kompliziert erwiesen hat, wird die Selektion neuer künstlicher
Lektine von großer
Wichtigkeit für
die Forschung, Diagnostika und Therapie sein.
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Beim
Herstellen von rekombinanten Proteinen in bakteriellen Wirten werden
häufig
Niederschläge
des Genprodukts, die sogenannten Einschlusskörper, gebildet. Um eine native
Struktur des Proteins zu erhalten, muss es in vitro umgefaltet werden.
Eine Einschränkung,
mit der man bei diesem Prozess konfrontiert wird, ist die Tatsache,
dass bei diesem Verfahren ein großer Teil des Materials ausfällt, so
dass die Ausbeuten gering sind. Wenn man dagegen das Protein mit
einer Verlängerung
in Form von entweder einem kurzen hydrophilen Peptid oder einer
leicht löslichen
vollständigen
Domäne
erzeugt [Samuelsson, E., et al., 1991, Bio/Technol. 9: 363–366], werden
wesentlich höhere
Konzentrationen des Proteins erhalten, ohne dass beim Renaturieren Niederschläge ausfallen.
Z. B. macht es die hohe Löslichkeit
der Domäne
möglich,
dass die erhöhte
Löslichkeit von
Proteinen entweder beim Umfalten aus Einschlusskörpern oder beim sogenannten „Reshuffling" von Disulfidbrücken genutzt
wird. Aus Banken künstlicher
Rezeptoren können
neue Formen selektiert werden, die verbesserte Eigenschaften aufweisen,
so dass das Umfalten rekombinanter Proteine erleichtert oder erst
möglich
gemacht wird (cis-wirkende Chaperone).
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Kürzlich wurde
ein neues Einheitsverfahren für
das Reinigen von rekombinanten Proteinen beschrieben, das auf einer
Ionenaustausch-Chromatographie in einem sogenannten expandierten
Bett beruhte [Hansson, M., et al., 1994, Bio/Technol., im Druck].
In diesem Zusammenhang wird ein Unterschied im isoelektrischen Punkt
zwischen dem Zielprotein und den Proteinen der Wirtszelle für eine selektive
Anreicherung auf einer positiv geladenen Ionenaustauschermatrix
genutzt. Durch die Fusion mit der sauren Z-Domäne
(pI 4,7) kann der Ionenaustausch-Schritt bei einem pH-Wert erfolgen,
bei dem die Mehrheit der Verunreinigungen im Vergleich zum Fusionsprotein
die entgegengesetzte Ladung aufweist. Durch das Konstruieren von
Banken bakterieller Rezeptoren, bei denen eine Auswahl von Aminosäuren durch
die sauren Aminosäuren
Aspartat und Glutamat ersetzt wurde, können auch sehr saure und die
Löslichkeit
steigernde Domänen
hergestellt werden, die beim Herstellen von rekombinanten Proteinen
als Fusionspartner eingesetzt werden können.
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Wie
vorher angemerkt sind Affinitätssysteme,
die auf Proteinliganden basieren, aufgrund der strengen Bedingungen,
die zum Reinigen von Säulen
erforderlich sind, für
gewerbliche Zwecke nicht ideal geeignet. Deshalb braucht man Fusionspartner,
die eine spezifische Affinität
für einfache
und billige organische Liganden besitzen. Durch ein Panning von
Pagen-Display-Banken von unterschiedlichen bakteriellen Rezeptoren
auf solche Liganden werden neue Affinitätsschwänze bereitgestellt, die für die Verwendung
als Fusionspartner zum Herstellen und Reinigen von rekombinanten
Proteinen geeignet sind.
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Die
vorliegende Erfindung stellt Mittel zum Herstellen und Selektieren
von Proteinen mit neuen Funktionen bereit. Gemäß der Erfindung wird dies durch
eine umfangreiche Mutation von definierten Resten von stabilen Domänen in bakteriellen
Rezeptoren erreicht. Aufgrund der neuen Funktionen der künstlichen
bakteriellen Rezeptoren können
diese als spezifische Binder in der Therapie, Diagnose, Biotechnologie
oder Forschung eingesetzt werden.
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Die
vorliegende Erfindung wird nun durch spezifische Beispiele mit Bezug
auf die beiliegenden Zeichnungen noch ausführlicher beschrieben. In den
Zeichnungen wird Folgendes dargestellt:
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1: A.
Schematische Darstellung von Protein A von Staphylococcus, die das
Signalpeptid (S), fünf IgG-bindende
Regionen [E-D-A-B-C], gefolgt von der Zellwand-Ankerregion [X-M],
zeigt.
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B. Graphische Computerdarstellung des Komplexes
zwischen der Domäne
B aus SPA und menschlichem Fc1, bestimmt durch Röntgenkristallographie. Es ist
zu beachten, dass die dritte Helix von SPA in dieser Figur nicht
zu sehen ist.
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2: A.
Schematische Darstellung von Protein G von Streptococcus aus dem
Stamm G148, die das Signalpeptid (Ss), die Region E (E), die repetitive
Serumalbumin-bindende A-B-Region, die Abstandhalter-Region („Spacer", S), gefolgt von
den IgG-bindenden Domänen
C1 bis C3, zwischen denen die D-Regionen liegen, und schließlich die
Zellwand-Ankerregion W zeigt.
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B. Graphische Computerdarstellung des Komplexes
zwischen der Domäne
C1 von SPG und menschlichem Fc1, bestimmt durch Röntgenkristallographie.
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3: Schematische Darstellung
der Drei-Helix-Bündel-Struktur
des aus 58 Resten bestehenden SPA-Analogons Z. Bezeichnet sind einige
der Seitenketten, für
die vorgeschlagen wird, dass sie an der Bindung an Fc beteiligt
sind, mit Ausnahme von F30, das die Helix-Helix-Anordnung stabilisiert.
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4: Struktur des IgG-Antikörpers, die
die verschiedenen Subfragmente Fab, Fd, Fc sowie scFv zeigt, zusammengesetzt
aus VH und VL, die durch einen kurzen Linker (aus etwa 15 Aminosäuren) verbunden sind.
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5: A.
Allgemeines Konzept für
die Strategie zum Genzusammenbau, die zum Herstellen der Z-Genbanken
verwendet wurde. Zum Konstruieren der Bank von sauren Z-Derivaten
wurden nur die Reste 9, 11, 14, 27 und 35 verändert, indem die degenerierten
Oligonucleotide ACID-1 und ACID-2 verwendet wurden. Die PCR-Primer,
die zum Amplifizieren der zusammengebauten Bank verwendet wurden,
waren ZLIB-3 (PCR-Primer 5')
und ZLIB-5 (PCR-Primer 3').
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B. Die PCR-Produkte aus der Amplifikation
der zusammengebauten Bank, die 46 der 58 Reste der Z-Domäne codieren,
können
in Phagemid-DNA cloniert werden, welche den restlichen C-terminalen
Teil von Z enthält.
Dieses Gen wird im Raster mit dem Gen für Protein III der M13-Familie
von E. coli-Bakteriophagen fusioniert. Hierdurch wird es möglich, dass
das Repertoire von sauren Z-Varianten auf der Phagenoberfläche präsentiert
wird.
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6: Oligonucleotide, die
zum Konstruieren von Z-Banken verwendet wurden. Für die Bank
von sauren Z-Varianten, wie in Beispiel 2 beschrieben, wurden nur
die Oligonucleotide ZLIB-1, 2, 3, 4, 5, LONGBRIDGE, ACID-1 und ACID-2
verwendet.
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7: DNA-Sequenzen von Clonen,
hergeleitet von der saure Z-Protein-Bank. Die hervorgehobenen Ziffern zeigen
Aminosäurepositionen
in der Z-Domäne.
Zur Verdeutlichung sind die Positionen der Restriktionsstellen Acc
I und Nhe I angegeben.
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8: Ergebnis der Analyse
der Temperaturstabilität
einer einzelnen Z-Domäne bei einem
pH-Wert von 2,9. Der Gehalt an α-Helizität in der
Probe wurde überwacht,
indem die Elliptizität
bei s222 nm während einer
Themperaturaufzeichnung gemessen wurde.
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9: Phagemidvektor pKN1.
Die Bank der PCR-Produkte, welche die variierten Helices 1 und 2
codierte (sowohl die saure als auch die umfangreiche Bank), wurde
in den Phagemidvektor pKN1 subcloniert, der das Gen für die Reste
44 bis 58 der Wildtyp-Z-Domäne
enthielt (im Wesentlichen die Helix 3), gefolgt von dem Gen für eine aus
46 Resten bestehende Serumalbumin-bindende Region (ABP), die vom
Protein G von Streptococcus stammt, verbunden im Raster mit einer
verkürzten
Version des Gens des Hüllproteins
3 des Phagen M13. Das Phagemid enthält den Replikationsursprung,
der vom Plasmid pBR322 stammt, und außerdem den intergenischen Bereich
(fl ori), der zum Verpacken in die Phagenpartikel erforderlich ist.
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10: SDS-PAGE. HSA-Affinitäts-gereinigte
Proteine aus dem Periplasma von Escherichia coli-Zellen, die die
Wildtyp-Z-Domäne
produzieren, und zwei verschiedene saure Z-Varianten als ABP-Fusionsproteine,
codiert durch ihre entsprechenden Phagemidvektoren, wurden durch
SDS/PAGE analysiert. M, Molekulargewicht-Marker; Bahn 1, Wildtyp-Z-Domäne; Bahn
2, Clon 10, Bahn 3, Clon 12.
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11: CD-Ergebnisse. Überlagerte
Kurven von CD-Spektren, die von der Wildtyp-Z-Domäne und zwei
Varianten der Z-Protein-Bank stammen. Die Signale der Proteine wurden
erhalten, nachdem der Beitrag des CD-Signals des ABP-Schwanzes subtrahiert
worden war, der während
der Analyse vorlag.
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12: Ionenaustausch-Chromatographie.
Die zwei sauren Z-Varianten-Proteine
Nr. 10 und Nr. 12 zusammen mit der Wildtyp-Z-Domäne (hergestellt als ABP-Fusionsproteine)
wurden jeweils einer Analyse bei pH 5,5 unterworfen, wobei eine
Anionenaustausch-Chromatographie-Säule verwendet wurde. Die Elution
der Proteine aus der Säule
erfolgte durch einen NaCl-Gradienten. Oben: saure Z-Variante Nr.
12; Mitte: saure Z-Variante Nr. 10; unten: Z (Wildtyp). Es ist zu
beachten, dass das Wildtyp-Z-Protein
bei diesem pH-Wert nicht auf der Säule zurückgehalten wurde.
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13: Struktur der Z-Domäne. Darstellung
des Verlaufs der Hauptkette als Modell der Struktur der nativen
Z-Domäne.
Die Strukturen der Helices 1 und 2 stammen aus der gemeinsamen Kristallstruktur
zwischen der Domäne
B von SPA und Fc (Deisenhofer, 1981, Biochemistry 20: 2361–2370).
Die dritte Helix wurde aufgrund der Sekundärstruktur-Parameter aus der
NMR-Spektroskopie gebaut (Gouda et al., 1992, Biochemistry 31: 9665–9672).
Nicht-Wasserstoff-Atome von Seitenketten der Reste, die beim Konstruieren
der kombinatorischen Bank mutiert wurden, sind als Kugel-Stab-Modelle dargestellt.
Die Darstellung wurde durch das Programm MOLSCRIPT erstellt (Kraulis,
1991, J. Appl. Cryst. 24: 946–950).
-
14: Aminosäuresequenzen.
Ergebnis der DNA-Sequenzierung von 31 zufällig ausgewählten Z-Varianten aus der Bank.
Die Reste, die der Mutagenese unterworfen wurden, sind von einem
Kästchen
umgeben. Die horizontalen Linien zeigen die identischen Nucleotide
wie in der oben dargestellten Wildtyp-Z-Sequenz. Angegeben sind
die Clone, die als Fusionsproteine mit dem ABP-Schwanz exprimiert
und charakterisiert wurden.
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15: Aminosäureverteilung.
Ergebnis der statistischen Analyse der hergeleiteten Aminosäuren an den
mutierten Positionen. Insgesamt wurden 13 Reste aus 31 Clonen (403
Codons) in die Berechnung aufgenommen. Die Verhältnisse zwischen den festgestellten
und den erwarteten Häufigkeiten
sind für
alle 20 Aminosäuren
angegeben, und außerdem
für das
einzige Terminationssignal (TAG), das im NNG/T-Degenerationsprofil enthalten war.
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16: SDS-PAGE-Analyse. HSA-Affinitäts-gereinigte
Proteine aus dem Periplasma von E. coli-Zellen, die die Wildtyp-Z-Domäne produzieren,
und vier verschiedene Z-Varianten als ABP-Fusionsproteine, codiert
aus ihren entsprechenden Phagemidvektoren, wurden durch SDS/PAGE
analysiert. Bahnen 1 bis 5: reduzierte Bedingungen; Bahnen 6 und
7: Nicht-reduzierte Bedingungen; Bahn 1, Wildtyp-Z-Domäne; Bahn
2, Clon 16; Bahn 3, Clon 21; Bahn 4, Clon 22; Bahn 5, Clon 24; M,
Molekulargewicht-Marker; Bahn 6, Clon 16; und Bahn 7, Clon 22.
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17: CD-Ergebnisse. Überlagerte
Kurven von CD-Spektren, erhalten aus der Wildtyp-Z-Domäne und vier
Varianten der α-helikalen
Protein-Oberflächen-Bank. Die Signale
der Varianten wurden erhalten, nachdem der Beitrag des CD-Signals
des ABP-Schwanzes subtrahiert worden war, der während der Analyse vorlag.
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18: Biosensor-Test. Überlagerte
Kurven von Sensogrammen, erhalten aus der BIA-coreTM-Analyse
der Wildtyp-Z-Domäne
und von vier verschiedenen Varianten (Nr. 16, 21, 22, 24; 4), fusioniert mit dem ABP-Schwanz.
Die IgG-bindenden Aktivitäten
der unterschiedlichen Proteine wurden analysiert, indem ein Sensor-Chip,
beschichtet mit etwa 5000 RU menschlichem polyclonalem IgG, und
Injektionen von 45-μl-Pulsen
bei 2 μl/Min.
von 1500 nM Lösungen
der verschiedenen Proteine verwendet wurden. Es ist zu beachten, dass
die Unterschiede in den Plateau-Signalwerten wäh rend der Injektionen der Varianten
Nr. 16, 21, 22 und 24 auf abweichenden, mit Laufpuffer erfolgten
Verdünnungen
beruhen.
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Alle
Reagenzien und DNA-Konstruktionen sind beim Department for Biochemistry
and Biotechnology, Royal Institute of Technology, Stockholm, Schweden,
verfügbar.
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Material
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Die
Oligonucleotide (6)
wurden von Scanadinavian Gene Synthesis (Schweden) bezogen und phosphoryliert
wie angegeben in [Maniatis et al. (1988), Molecular Cloning; A Laboratory
Manual; Cold Spring Harbor Laboratory Press]. ZLIB1 war am 5'-Ende biotinyliert, wodurch eine Immobilisierung
an die paramagnetischen Perlen M-280 Streptavidin möglich war,
die von Dynal A/S (Norwegen) bezogen wurden. Wasch/Bindungspuffer
war 1 M NaCl, 10 mM Tris-HCl, pH 7,5, 1 mM EDTA (Ethylendiamintetraessigsäure). Der
Anelierungs/Ligierungspuffer war 30 mM Tris-HCl, pH 7,5, 10 mM MgCl2, 0,2 mM ATP, 1 mM 1,4-Dithiothreitol (DTT). DNA-Ligase
stammte von Boehringer Mannheim, Deutschland. 10 × PCR-Puffer
enthielt 20 mM MgCl2, 2 mM dNTPs, 100 mM
Tris-HCl, pH 8,3, 50 mM KCl, 1% Tween 20. Taq-DNA-Polymerase stammte
von Cetus Inc., USA. Der thermische Zykler war ein Perkin-Elmer
9600. Für
die Temperatur/Stabilitätsaufzeichnung
wurde ein Spektropolarimeter J-720 (JASCO, Japan) verwendet. Der
Escherichia coli-Stamm RR1ΔM15
[Rüther,
U., 1982, Nucl. Acids Res. 10: 5765–5772], der so hergestellt
wurde, dass er kompetent war (Maniatis et al., (1988), Molecular
Cloning; A Laboratory Manual; Cold Spring Harbor Laboratory Press],
wurde als Wirt für
die Transformation eingesetzt. Agarplatten enthielten 100 μg/ml Ampicillin.
-
Beispiel 1
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Konstruieren einer sauren
Z-Bank
-
Das
synthetische, aus 58 Resten bestehende SPA-Analogon Z [Nilsson et
al., Prot. Eng.] wurde einer Mutagenese unterworfen, um neue Varianten
mit einem veränderten
pI-Wert herzustellen, so dass Fusionspartner für rekombinante Proteine produziert
werden konnten, die dann durch Ionenaustausch-Chromatographie gereinigt
werden konnten. Aufgrund der Kristallstruktur des Komplexes zwischen
der B-Domäne
von SPA und menschlichem Fc1 [Deisenhofer, J., et al., 1981, Biochemistry
20: 2361–2370]
wurden fünf
an der Bindung beteiligte Reste aus der B-Domäne als Ziele für die Mutagenese
ausgewählt.
Diese fünf
Codons, die den Z-Resten Nr. 9, 11, 14, 27 und 35 entsprechen, welche
in den Helices 1 und 2 liegen, wurden gleichzeitig unter Verwendung
degenerierter Oligonucleotide mit der Triplettsequenz G(C/A)(C/A)
an diesen Positionen verändert,
wodurch die Codons für
die Aminosäuren
Alanin (50%), Asparaginsäure
(25%) bzw. Glutaminsäure (25%)
zustande kamen. Unter Verwendung einer Festphasen-Genzusammenbau-Strategie
[Stahl et al., Biotechniques 14: 424–434] wurde eine Bank von Genen
erzeugt, die 35 (243) saure Varianten der
synthetischen IgG-bindenden
Z-Domäne
codierten (5). 20 Mikroliter
(200 μg)
von paramagnetischen, mit Streptavidin beschichteten Perlen wurden
mit Wasch/Bindungspuffer gewaschen und mit 15 pMol der vorhydridisierten
Oligonucleotide ZLIB-1 (biotinyliert) und ZLIB-2 15 Minuten bei
RT in einem Endvolumen des Wasch/Bindungspuffers von 40 μl inkubiert.
Nach dem Ligieren und Waschen wurden jeweils etwa 15 pMol der Oligonucleotide ACID-1
(degeneriert), LONGBRIDGE und ACID-2 (degeneriert) sowie des voranelierten
Linkerpaars ZLIB-4/ZLIB-5 wiederholt, mit dazwischen liegenden Waschschritten,
gemäß Stahl
et al. zugegeben [Biotechniques 14: 424–434]. Nach dem vollständig abgelaufenen
Zusammenfügen
wurden die verschiedenen Fragmente 15 Minuten bei 37°C ligiert.
Um die für
die Z(saure)-Bank codierende Menge DNA zu amplifizieren, die noch
an den Perlen immobilisiert war, wurde eine Fraktion entnommen und
einer PCR unterworfen. Das PCR-Gemisch (50 μl) enthielt jeweils 1 pMol der
PCR-Primer ZLIB-3 und ZLIB-5, jeweils 5 μl des Ligierungsgemisches, des
10 × PCR-Puffers
und 10 × CHASE,
1 Einheit Taq-Polymerase und steriles Wasser auf 50 μl. Das Temperatur-Zyklusprogramm war
wie folgt: 96°C,
1 Min., 60°C,
1 Min., und 72°C,
2 Min., wiederholt in 35 Zyklen. Die Analyse durch 1% Agarose-Gel-Elektrophorese
zeigte eine Bande der erwarteten Größe von 179 bp, dies macht deutlich,
dass das Konzept zum Zusammenbau gut geeignet ist. Die 179-bp-Bande
aus der PCR der Z(sauren)-Bank wurde aus dem Gel ausgeschnitten
und gereinigt (GenecleanTM, Bio 101, Inc.,
USA), anschließend
erfolgte die Insertion in einen Plasmidvektor (TA-cloningTM Kit, Invitrogen, Inc., USA), der für eine Festphasen-DNA-Sequenzierung
geeignet ist [Hultman et al., 1988]. Nach der Transformation und
dem Ausstreichen auf Ampicillin-enthaltenden Agarplatten wurden
zwei Kolonien für
die Analyse der erhaltenen Sequenzen ausgewählt. Die Ergebnisse (6) zeigen, dass die erwartete
Degeneration an den gewünschten Stellen
festgestellt wurde.
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Beispiel 2
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Messen der
Temperaturstabilität
der Z-Konformation
-
Die
Temperaturstabilität
der Z-Konformation wurde bestimmt, indem die Elliptizität bei 222
nm durch Cirkulardichroismus-(CD-)Spektroskopie in einer Temperaturaufzeichnung
verfolgt wurde. Anhand dieser Wellenlänge wird das Vorliegen einer α-Helizität von Z überwacht
[Cedergren et al., 1993, Prot. Eng. 6: 441–448]. Das Experiment wurde
bei einem ziemlich niedrigen pH-Wert (etwa 2,9) durchgeführt, um
das Molekül
zu destabilisieren, da der Mittelpunkt der Temperaturdenaturierung
(Tm) bei neutralem pH-Wert bei ca. 95°C liegt (Daten nicht dargestellt),
dieser Wert jedoch außerhalb
des Bereichs liegt, der durch eine komplette Aufzeichnung über den Übergang
hinweg unter normalem Luftdruck bestimmt werden kann. Das Experiment
zeigt (4), dass der
Tm-Wert (definiert durch den Wendepunkt der Temperaturaufzeichnung) der
Z-Domäne
bei pH 2,9 noch hoch ist und bei 71°C liegt. Dies macht die extreme
Temperaturstabilität
der α-Helices
des Z-Moleküls
deutlich.
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Das
Experiment wurde in einem Spektropolarimeter J-720 (JASCO, Japan)
durchgeführt,
wobei die Temperatur kontrolliert wurde, indem Wasser aus einem
NESLAB-Wasserbad durch den Küvettenhalter
zirkuliert wurde. Die Temperatur in der Küvette wurde durch eine Mikrosensorvorrichtung überwacht
(JASCO, Japan). Der Puffer war 50 mM Essigsäure, pH 2,9. Das Protein war
die Domäne
Z [Cedergren et al., 1993, Prot. Eng. 6: 441–448] bei einer Proteinkonzentration
von 50 μg/ml,
und die Weglänge
der Küvettenzelle
betrug 1 cm. Die Geschwindigkeit der Temperaturaufzeichnung betrug
im Experiment 50°C
pro Stunde.
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Beispiel 3
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Charakterisieren von Proteinen,
die aus der sauren Z-Bank stammen
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Zwei
Proteinvarianten, die aus der sauren Z-Bank stammen, wurden in Escherichia
coli exprimiert, gereinigt und charakterisiert, wobei SDS-PAGE,
Cirkulardichroismus und Ionenaustausch-Chromatographie eingesetzt
wurden. Die PCR-Produkte aus einem Festphasen-Genzusammenbau (vgl.
Beispiel 1) wurden mit 45 U Esp 3I (Labassco AB, Schweden) und 50
U Nhe I (Pharmacia, Schweden) in 200 μl Puffer gespalten (33 mM Tris-Acetat,
pH 7,9, 10 mM Magnesiumacetat, 66 mM Kaliumacetat, 0,5 mM DTT und
0,1 mg/ml BSA). Das Gemisch wurde mit Mineralöl überschichtet und über Nacht
bei 37°C
inkubiert. Die gespaltenen Fragmente (etwa 5 μg) wurden durch Phenol/Chloroform/Isoamylalkohol-Extraktion
gereinigt, worauf ein weiteres Waschen mit Chloroform und später eine
Ethanol-Fällung
folgten, bevor eine Ligierung bei 15°C über Nacht mit dem mit Mlu I-Nhe
I gespaltenen Vektor pKN1 (1 μg)
(vgl. nachstehend) unter Verwendung von 13,5 Weiss-Einheiten T4-DNA-Ligase
durchgeführt
wurde. Das Ligierungsgemisch wurde 20 Minuten bei 70°C hitzebehandelt,
mit Phenol/Chloroform/Isoamylalkohol extrahiert, anschließend mit
Chloroform gewaschen, mit Ethanol gefällt und in 20 μl sterilem
Wasser wieder gelöst.
-
Der
Phagemidvektor pKN1 (9)
wurde in mehreren Schritten wie folgt konstruiert. Ein doppelsträngiger Linker,
der die unveränderlichen
Reste 44 bis 58 der Z-Domäne codiert,
wurde aus den Oligonucleotiden ZLIB-6 und ZLIB-7 hergestellt und
als Mlu I-Xho I-Fragment in das Phagemid pKP986 (freundlicherweise
zur Verfügung
gestellt von Dr. Lars Abrahmsen, Pharmacia BioScience Center, Schweden)
cloniert, wodurch pKN entstand. Das Plasmid pKP986 codiert das Leaderpeptid
Omp A von E. coli, gefolgt von den Resten 249 bis 406 des Hüllproteins
3 des filamentösen
Phagen fd (Lowman et al., 1991, Biochemistry 30: 10832–10844),
unter der Kontrolle eines lac-Promotors.
Ein Genfragment, das eine einwertige Serumalbumin-Bindungsregion codiert,
hergeleitet vom Protein G von Streptococcus, wurde durch PCR aus
dem Plasmid pB2T (Eliasson et al., Molecular Immunol. 28: 1055–1061) amplifiziert,
wobei die Primer ABP-1 und ABP-2 verwendet wurden (die Xho I bzw.
Sal I-Restriktionsstellen enthalten), und in das mit Xho I gespaltene
Plasmid pKN cloniert, wodurch pKN1 erhalten wurde. Dieser Phagemidvektor
codiert somit das Omp-A-Signalpeptid, die dritte Helix der Wildtyp-Z-Domäne, gefolgt
von einem aus 46 Resten bestehenden Albumin-bindenden Protein (ABP), gekoppelt an
die Reste 249 bis 406 des fd-Phagenproteins III, und ist für die Insertion
von Esp 3I/Nhe I-gespaltenen PCR-Produkten geeignet, welche die
variierten Helices 1 und 2 der Z-Domäne codieren.
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Gefrier-kompetente
E. coli-Zellen RR1ΔM15
(supE44, lacY1 lacZ ara-14 galK2 xyl-5 mtl-1 leuB6 proA2 Δ(mrcC-mrr)
recA+ rpsL20 thi-1 lambda– F– [lac1q lacZΔM15])
(Rüther,
1982, Nucleic Acids Research 10: 5765–5772) wurden mit dem Ligierungsgemisch
gemäß Maniatis
und Mitarbeitern transformiert (Maniatis et al., 1982, Molecular
Cloning; A Laboratory Manual; Cold Spring Harbor, Cold Spring Harbor
Laboratory Press) und auf Agarplatten plattiert, die 100 μg/ml Ampicillin
(Sigma, USA) und 1% Glucose enthielten. Eine kleine Menge der Zellen
aus zufällig
herausgegriffenen Kolonien wurde getrennt zweistufigen PCR-Amplifikationen
(30 Zyklen; 96°C,
15 Sek.; 72°C,
2 Min.) auf einem GeneAmp PCR-System 9600 (Perkin Elmer, USA) unterworfen,
unter Verwendung von 5 pMol der Primer RIT-27 und NOKA-2 (biotinyliert)
in 20 mM TAPS (pH 9,3), 2 mM MgCl2, 50 mM
KCl, 0,1% Tween 20, 0,2 mM der Desoxyribonucleosidtriphosphate (dNTPs)
und 1,0 U Taq-DNA-Polymerase (Perkin-Elmer). Die Festphasen-DNA-Sequenzierung
der PCR-Produkte erfolgte unter Verwendung der FITC-markierten Sequenzierungsprimer
NOKA-3 (für
den immobilisierten Strang) und ABP-2 (für den eluierten Strang) auf
einer Roboter-Arbeitsstation (BiomekTM 1000,
Beckman Instruments, Fullerton, CA) und einem Automated Laser Fluorescent
(ALF) DNA SequencerTM (Pharmacia Biotech,
Schweden), wie von Hultman und Mitarbeitern beschrieben (Hultman
et al., 1989, Nucleic Acids Research 17: 4937–4946).
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Zwei
Clone mit unterschiedlichen codierten sauren Aminosäure-Substitutionen
(fette Schrift) an den Positionen 9, 11, 14, 27 und 35 in der Z-Domäne gemäß Tabelle
1 wurden für
die weitere Analyse ausgewählt. Die
Wildtyp-Z-Domäne
und die zwei unterschiedlichen sauren Z-Varianten-Proteine (Clone
Nr. 10 und 12) wurden aus ihren entsprechenden Phagemidvektoren
als Fusionen mit dem Serumalbumin-bindenden Schwanz (ABP) exprimiert
und durch eine Affinitätschromatographie
mit menschlichem Serumalbumin gereinigt.
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Tabelle
1
Aminosäuresubstitutionen
für ausgewählte Clone
in der sauren Z-Bank
a
-
Kolonien
von E. coli RR1ΔM15-Zellen,
die die entsprechenden Phagemidvektoren enthielten, wurden zum Beimpfen
von 100 ml tryptischer Soyabrühe
(Difco), unter Zusatz von Ampicillin (100 μg/ml), verwendet. Die Kulturen
wurden bei 37°C
bis zu einer OD600nm = 1 gezüchtet, anschließend folgten
die Induktion mit einer Endkonzentration von 1 mM IPTG und die Inkubation
bei 30°C über Nacht.
Die Zellen wurden durch Zentrifugation bei etwa 5000 × g, 10
Minuten, geerntet und die periplasmatischen Proteine durch osmotischen
Schock freigesetzt. Der Periplasmainhalt aus den Zellen wurde einer
Affinitätschromatographie
auf HSA-Sepharose unterworfen, wie von Nygren und Mitarbeitern beschrieben
(Nygren et al., 1988, J. Mol. Recognit. 1: 69–74), und durch SDS/PAGE auf
einem homogenen 12% Plattengel analysiert (BioRad Inc., USA), das
mit Coomassie Brilliant Blue R-250 gefärbt wurde. 1,5 bis 2,5 mg/l
Kultur konnten gewonnen werden, dies zeigt, dass bei den Varianten
und der Wildtypdomäne ähnliche
Produktions- und Sekretionseffizienzen vorliegen. Außerdem legen
die Ergebnisse der SDS-PAGE-Analyse (10)
der gereinigten Proteine nahe, dass die analysierten sauren Z-Varianten
in E. coli stabil exprimiert werden.
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Um
zu untersuchen, ob der Sekundärstruktur-Gehalt
der Derivate nach der Oberflächenmutagenese beibehalten
wurde, wurde eine subtraktive Cirkulardichroismus-Analyse durchgeführt. Die
durch IgG- oder HSA-Affinitätschromatographie
gereinigten Proteine Z, Z-ABP, die sauren Derivate Nr. 10 und 12,
fusioniert mit dem ABP-Schwanz,
und außerdem
der ABP-Schwanz selbst wurden bei 250 bis 184 nm (langes UV-Licht)
einer Cirkulardichroismus-Analyse bei Raumtemperatur unterworfen,
wobei ein Spektropolarimeter J-720 (JASCO, Japan) verwendet wurde.
Die Abtastgeschwindigkeit betrug 10 nm/Min.. Die Weglänge der
Zelle betrug 1 mm. Lösungen
(etwa 0,1 mg/ml) der verschiedenen Proteine wurden in 20 mM Phosphatpuffer,
pH 6,5, angereichert mit 0,05% Tween 20 (Kebo AB, Schweden), hergestellt.
Die genauen Proteinkonzentrationen wurden durch Aminosäureanalyse
auf einem Aminosäureanalysator
6300 von Beckman bestimmt, der mit einem Datenverarbeitungssystem „System
Gold" ausgestattet
war. Die CD-Signale für
die Derivate wurden erhalten, indem das für den ABP-Schwanz erhaltene
Signal subtrahiert wurde, nachdem die Unterschiede in den Proteinkonzentrationen
abgeglichen worden waren, gefolgt von einer Standardisierung auf
den Aminosäuregehalt.
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Ein
Vergleich der bei 250 bis 184 nm erhaltenen Signale für die Wildtyp-Z-Domäne und für die sauren Varianten,
fusioniert mit dem ABP-Schwanz, erfolgte, nachdem der Beitrag des
ABP-Schwanzes selbst subtrahiert worden war. Das Ergebnis zeigt,
dass für
die zwei sauren Z-Derivate Spektren erhalten wurden, die dem der
Wildtyp-Z-Domäne ähnlich waren,
mit einem charakteristischen Minimum bei 208 nm und einem Wendepunkt
bei 222 nm (Johnson, 1990) (11).
Dies legt nahe, dass das Drei-Helix-Bündel-Gerüst in diesen Mutanten aufrechterhalten
bleibt.
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Die
zwei Z-Varianten Nr. 10 und 12 enthalten im Vergleich zu der nativen
Z-Domäne vier
bzw. drei eingeführte
saure Aminosäuren.
Um zu untersuchen, ob sich die eingeführte Acidität als Unterschied in den isoelektrischen
Punkten widerspiegelte, wurden sie einer Gradientenelution aus einer
Ionenaustauscher-Säule unterworfen.
Die Proteine Z (Wildtyp) und die sauren Varianten Nr. 10 und Nr.
12 (alle als ABP-Fusionproteine produziert)
wurden jeweils (5 μg)
in 300 μl
20 mM Piperazinpuffer (pH 5,5) gelöst und getrennt mit 100 μl/Min. auf
eine MonoQ. PC 1.6/5-Säule
(Pharmacia, Schweden) aufgetragen. Die Elution der Proteine erfolgte,
indem ein NaCl-Gradient in Piperazinpuffer (pH 5,5) (Sigma, USA)
im Bereich von 0 bis 50% NaCl in 20 Minuten angelegt wurde. Die
Ergebnisse der Analyse (12)
zeigen, dass die zwei sauren Z-Variantenproteine
bei unterschiedlichen NaCl-Konzentrationen eluiert wurden, dies
legt klare Unterschiede in den isoelektrischen Punkten nahe. Im
Gegensatz dazu interagierte die Wildtyp-Z-Domäne bei dem während des
Experiments gewählten
pH-Wert nicht mit dem Harz und war deshalb im Durchfluss zu sehen.
-
Somit
zeigt die mit den zwei sauren Z-Variantenproteinen durchgeführte Reihe
von Experimenten, dass das Expressionsverhalten, die proteolytische
Stabilität
und der Sekundärstruktur-Gehalt
der Varianten im Vergleich zu der nativen Z-Domäne unverändert waren. Außerdem wurden
neue Funktionen in die zwei Z-Varianten eingeführt, indem an der Oberfläche gelegene
Positionen durch saure Aminosäuren
substituiert wurden. Die zwei sauren Varianten können z. B. als Fusionspartner
eingesetzt werden, um die Reinigung von rekombinanten Proteinen
durch Ionenaustausch-Chromotographie bei einem niedrigen pH-Wert
zu erleichtern. Somit wird gezeigt, dass aus den Mitgliedern der
sauren Z-Bank Varianten mit neuen Funktionen isoliert werden können.
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Beispiel 4
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Konstruieren
und Charakterisieren einer kombinatorischen Bank von Z-Varianten
-
Eine
Bank von Z-Varianten wurde zusammengebaut, indem eine Festphasen-Genzusammenbau-Strategie
verwendet wurde (vgl. Beispiel 1). Für die meisten der Aminosäurereste,
von denen angenommen wurde, dass sie an der Bindung an Fc be teiligt
sind (Deisenhofer, 1981, Biochemistry 20: 2361–2370), wurde gefunden, dass
sie an der Oberfläche
des Moleküls
vorliegen (Q9, Q10, N11, F13, Y14, L17, N28, Q32 und K35), und sie
wurden deshalb in die Mutagenese aufgenommen. Außerdem wurden noch andere Reste (H18,
E24, E25 und R27) aufgrund ihrer Lage an der Oberfläche aufgenommen.
Insgesamt wurden auf diese Weise 13 Reste im Z-Gerüst für eine gleichzeitige
und zufällige
Mutagenese ausgewählt.
Ein Satz von Oligonucleotiden (6)
wurde zum Konstruieren der Bank von Oberflächenmutanten der aus 58 Aminosäuren bestehenden
einwertigen, IgG-bindenden, mit Z bezeichneten Domäne synthetisiert.
In dieser Bank wurden die Codons für Q9, Q10, N11, F13, Y14, L17
und H18, die in der ersten α-Helix
lagen, und E24, E25, R27, N28, Q32 und K35 in der zweiten α-Helix der Z-Domäne (13) durch degenerierte NNK-Codons
(K = G oder T) substituiert, indem eine Festphasenstrategie eingesetzt
wurde, bei der die einzelsträngigen
degenerierten Oligonucleotide für
den Zusammenbau verwendet wurden. Die gewählte NNK-Degeneration umfasst
32 Codons, die alle 20 Aminosäuren
abdecken, umfassend das TAG-Terminationssignal (amber).
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Das
Oligonucleotid ZLIB-1 wurde mit einer 5'-Biotingruppe synthetisiert, um eine
robuste Verankerung an den mit Streptavidin beschichteten paramagnetischen
Perlen zu ermöglichen,
die beim Genzusammenbau als Feststoffträger verwendet wurden. Dieses
Oligonucleotid ZLIB-1 codiert zusammen mit seiner komplementären Sequenz
(ZLIB-2) die Reste 1 bis 8 der Z-Domäne, vor denen die ersten sechs
Reste der Region E von Protein A liegen, die zugefügt wurden,
um die Sekretion der Z-Varianten bei E. coli zu erleichtern (Abrahamsen et
al., 1986, EMBO J. 4: 3901–3906).
Die Oligonucleotide DEGEN-1 bzw. DEGEN-2 (Tabelle 1) codieren die zwei
mutierten Helices der Z-Domäne, die
normalerweise an der Fc-Bindung beteiligt sind. Theoretisch würde eine
vollständige
und gleichzeitige NNK-Degeneration an den 13 gewählten Positionen eine kombinatorische Bank
von etwa 8·1016 Proteinvarianten ergeben, die durch 3,7·1019 unterschiedliche DNA-Sequenzen codiert sind.
Jedoch wurde hier der Zusammenbau der Bank durch die Immobilisierung
von etwa 15 pMol der vorhybridisierten Oligonucleotide ZLIB-1 und
ZLIB-2 (6) initiiert,
wodurch die theoretische Größe der Z-Bank auf etwa 0,9·1013 verschiedene DNA-Sequenzen beschränkt ist,
die etwa 2·1010 Z-Varianten codieren. Der Zusammenbau
wurde fortgesetzt, indem ein vorher gebildetes Konstrukt zugegeben
und ligiert wurde, das nach Ligieren von äquimolaren Mengen der Oligonucleotide
DEGEN-1 und DEGEN-2 erhalten wurde, erleichtert durch das verbindende
Oligonucleotid BRIDGE (6).
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Um
den Zusammenbau zu vervollständigen,
wurde ein Fragment, das aus den vorhybridisierten Oligonucleotiden
ZLIB-4 und ZLIB-5 bestand, zu den Perlen für die Ligierung zugegeben.
Dieses Fragment codiert die zweite Schleife und die ersten sechs
Reste der unveränderten
dritten Helix der Z-Domäne.
Nachdem der Zusammenbau vollständig
abgelaufen war, wurden die Oligonucleotide ZLIB-3 und ZLIB-5, die
die Erkennungssequenzen für
die Endonucleasen Esp 3I bzw. Nhe I enthalten, als Primer für die PCR-Amplifikation
der zusammengebauten Konstrukte eingesetzt, wobei 1/10 der an Perlen
immobilisierten ssDNA als Matrize verwendet wurde (dies entspricht
theoretisch 3·109 Proteinvarianten). Um unerwünschte Störungen während der Amplifikation
zu vermeiden, wurden die Oligonucleotide ZLIB-2, BRIDGE und ZLIB-5
zuerst mit Alkali eluiert. Das resultierende PCR-Produkt wurde durch
Agarose-Gel-Elektrophorese analysiert, wobei gefunden wurde, dass
es homogen war und die erwartete Größe von 179 bp aufwies.
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Das
PCR-Produkt wurde in den Phagemidvektor pKN1 subcloniert, welcher
das Gen für
die Reste 44 bis 58 der Wildtyp-Z-Domäne im Raster mit einer verkürzten Version
des Gens für
das fd-Phagen-Hüllprotein 3
enthielt, zum Präsentieren
auf der Oberfläche
von Phagenpartikeln, und zwar anhand einer Helferphagen-Superinfektion
der mit dem Phagemid transformierten E. coli-Zellen (Lowman et al.,
1991, Biochemistry 30: 10832–10844)
(9). Außerdem enthält der Phagemidvektor
eine dazwischen im Raster liegende Kassette, die eine 5 kDa (46
Aminosäuren)
große
Serumalbuminbindende Region codiert (als ABP bezeichnet), die vom
Protein G von Streptococcus hergeleitet ist (Nygren et al., 1988,
J. Mol. Recognit. 1: 69–74;
Nilsson et al., 1994, Eur. J. Biochem. 224: 103–108), wodurch eine effiziente
Affinitätsreinigung
der produzierten Z-Varianten ermöglicht
wird, denen ihre native Fc-bindende Aktivität fehlt. Außerdem kann die Serumalbumin-bindende
Aktivität
möglicherweise
für eine
Vorselektion von Phagenpartikeln eingesetzt werden, welche rekombinante
Moleküle
enthalten, und zwar vor dem Panning nach Z-Varianten mit neuen Bindungsfunktionen,
wodurch der Hintergrund herabgesetzt werden kann, der durch die
unspezifisch gebundenen, nicht-rekombinanten
Phagenpartikeln zustande kommt.
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Nach
der Transformation zeigte das PCR-Screening (unter Verwendung der
Oligonucleotide RIT-27 und NOKA-2) von 25 Clonen, dass mehr als
95% (24/25) der Clone ein Insert der erwarteten Länge enthielten, dies
legt nahe, dass die Prozedur des Genzusammenbaus mit einer hohen
Effizienz durchgeführt
wurde. 45 Transformanten wurden zufällig selektiert und einer direkten
Festphasen-DNA-Sequenzierung unterworfen (vgl. Beispiel 3), um die
Qualität
und Heterogenität
der Bank noch weiter zu analysieren. Etwa 69% der Clone waren korrekt,
wobei sie Wildtyp- und degenerierte Codons an den entsprechenden
Positionen enthielten. Die restlichen Clone wiesen falsche Abweichungen
auf, die zum Teil auf die Oligonucleotidsynthese oder auf Fehler
zurückgeführt werden
können,
die während
der PCR eingeführt
wurden. Die korrekten Clone (31 Clone) (14) wurden noch weiter daraufhin analysiert,
welche Codons sie an den 13 degenerierten Positionen zeigten. Die
Verteilung der insgesamt 403 resultierenden hergeleiteten Aminosäuren unter
den 32 Codons, die im NNK- Degenerationsprofil
enthalten waren, zeigt eine nahe Korrelation mit den erwarteten
Häufigkeiten
für diese
noch unselektierten Clone (15).
Um die Expression und Stabilität
der Z-Varianten zu untersuchen, wurden vier Clone (Nr. 16, 21, 22,
24; 14) mit unterschiedlichen
Substitutionsgraden und außerdem
die Wildtyp-Z-Domäne
als ABP-Fusionen hergestellt, die durch ihre entsprechenden Phagemidvektoren
codiert wurden. Lösliche
Proteine aus dem Periplasma von IPTG-induzierten Kulturen wurden
einer HSA-Affinitätschromatographie
unterworfen, wobei der ABP-Schwanz für eine allgemeine und effiziente
Gewinnung genutzt wurde (Nygren et al., 1988, J. Mol. Recognit.
1: 69–77).
Für alle
Proteine konnten etwa 1,5 bis 2,5 mg/l Kultur gewonnen werden, wobei
für die
Varianten und für
die Wildtypdomäne ähnliche
Herstellungs- und Sekretionseffizienzen erhalten werden. Die Ergebnisse
einer SDS-PAGE-Analyse (16)
der gereinigten Proteine legt nahe, dass die vier analysierten Z-Varianten
in E. coli stabil exprimiert werden. Die kleinere Bande mit einer HSA-bindenden
Aktivität,
die mit unterschiedlichen Intensitäten auftritt, entspricht mit
größter Wahrscheinlichkeit
dem ABP-Schwanz selbst (5 kDa) und ist die Folge einer proteolytischen
Spaltung zwischen der Z-Variante und dem ABP-Schwanz. Interessanterweise
bildeten die beiden Z-Varianten
(Nr. 16 und 22) mit eingeführten Cysteinresten
Dimere, die unter nicht-reduzierenden
Bedingungen während
der SDS-PAGE festgestellt werden konnten (13; Bahnen 6 und 7).
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Um
zu untersuchen, ob der Sekundärstruktur-Gehalt
der Derivate nach der umfangreichen Oberflächenmutagenese aufrechterhalten
blieb, wurde eine subtraktive Cirkulardichroismus-Analyse durchgeführt (vgl.
Beispiel 3). Ein Vergleich der bei 250 bis 184 nm erhaltenen Signale
für die
Wildtyp-Z-Domäne
und die vier mit dem ABP-Schwanz
fusionierten Varianten wurde durchgeführt, nachdem der Beitrag des ABP-Schwanzes selbst
subtrahiert worden war. Das Ergebnis zeigte, dass bei drei der vier
Derivate Spektren erhalten wurden, die dem der Wildtyp-Z-Domäne ähnlich waren,
mit einem charakteristischen Minimum bei 208 nm und einem Wendepunkt
bei 222 nm (Johnson, 1990, Prot. Struct. Funct. Genet. 7: 205–224) (17). Dies legt nahe, dass
das Drei-Helix-Bündel-Gerüst in diesen
Mutanten möglicherweise
aufrechterhalten bleibt. Beim vierten Derivat (Nr. 24) wurde jedoch
ein Spektrum erhalten, das Spektren gleicht, die bei Zufallsknäueln zu
sehen sind, wodurch ein geringer Gehalt an Sekundärstruktur-Elementen
angezeigt wird (Johnson, 1990). Dieses Derivat enthält eine
Substitution von Glutamin zu Prolin an der Position 32 in Helix
2, dies legt eine Destabilisierung nahe, die zu einem Zusammenbrechen
des Helix-Bündel-Gerüsts führt.
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Um
die vier Z-Varianten noch weiter zu untersuchen, wurde die Wechselwirkung
mit polyclonalem menschlichem IgG (hIgG) (Pharmacia AP) für Wildtyp-Z
und für
vier verschiedene Z-Variantenclone (Nr. 16, 21, 22, 24; 14), fusioniert mit dem
ABP-Schwanz, unter
Verwendung der Biosensor-Technologie verglichen (BIAcoreTM, Phar macia Biosensor AB, Schweden). Die
carboxylierte Dextranschicht eines CM-5-Sensorchips wurde aktiviert, indem N-Hydroxysuccinimid
(NHS) und N-Ethyl-N'-[3-diethylaminopropyl]-carbodiimid (EDC)
gemäß den Anweisungen
der Hersteller verwendet wurden. Für die Immobilisierung von hIgG
wurden 20 μl
einer 500 nM hIgG-Lösung in
50 mM Acetat, pH 4, mit einer Fließrate von 5 μl/Min. über die
aktivierte Oberfläche
injiziert, wodurch es zur Immobilisierung von etwa 5000 Resonanzeinheiten
(RU) kam. 45-μl-Proben
der fünf
Fusionsproteine, gelöst
in den ungefähren
Konzentrationen von 1500 nM in NaCl/Hepes (10 mM Hepes, pH 7,4,
150 mM NaCl, 3,4 mM EDTA, 0,5% grenzflächenaktives Mittel P-20), wurden
in getrennten Experimenten mit einer Fließrate von 2 μl/Min. injiziert.
Nach jeder Probeninjektion wurde die hIgG-Oberfläche mit 30 mM HCl regeneriert.
Wie erwartet zeigte nur die Wildtyp-Z-Domäne eine nachweisbare Fc-Bindungsaktivität (18).
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Zusammenfassend
zeigen die Ergebnisse, dass eine Bank von SPA-Varianten mit einer
substituierten Oberfläche
konstruiert werden kann, die aus 13 Resten besteht, die in den α-Helices
liegen. Der hohe Konservierungsgrad des Gesamtgerüsts der
nativen Z-Domäne
legt nahe, dass Derivate mit neuen Funktionen, transplantiert auf
eine stabile und lösliche
Gerüstregion,
für die
Verwendung als künstliche
Antikörper
in der Biochemie, Immunologie und Biotechnologie isoliert werden
können.