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GEBIET DER
ERFINDUNG
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Die
vorliegende Erfindung betrifft biokompatible Gewebeimplantatvorrichtungen
zur Verwendung bei der Reparatur von Gewebeverletzungen und ebenso
Verfahren zum Herstellen und Verwenden solcher biokompatiblen Gewebeimplantatvorrichtungen.
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HINTERGRUND
DER ERFINDUNG
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Verletzungen
von Weichgewebe, wie Knorpel, Haut, Muskel, Knochen, Sehne und Band,
wo das Gewebe häufig
verletzt oder traumatisiert worden ist, erfordern chirurgische Intervention,
um den Schaden zu reparieren und die Heilung zu erleichtern. Solche
chirurgischen Reparaturen können
ein Nähen
oder ein anderweitiges Reparieren des beschädigten Gewebes mit bekannten
medizinischen Vorrichtungen, ein Anreichern des beschädigten Gewebes
mit anderem Gewebe, unter Verwendung eines Implantats, eines Transplantats
oder irgendeiner Kombination dieser Methoden einschließen.
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Eine übliche Gewebeverletzung
schließt eine
Schädigung
des Knorpels ein, welches ein nicht-vaskuläres, elastisches, flexibles
Bindegewebe ist. Knorpel wirkt typischerweise als ein „Stoß-Absorber" an Gelenkverbindungsstellen,
jedoch stellen einige Knorpelarten Trägereigenschaften für röhrenförmige Strukturen
bereit, wie beispielsweise den Kehlkopf, Luftpassagen und die Ohren.
Im allgemeinen ist Knorpelgewebe umfaßt von Knorpelzellen, bekannt als
Chondrozyten, angeordnet in einer extrazellulären Matrix, welche Collagen
enthält,
ein strukturelles Stützgerüst, und
Aggrecan, ein raumfüllendes
Proteoglykan. Mehrere Knorpelarten können im Körper gefunden werden, einschließend Hyalinknorpel,
Fibroknorpel und elastischen Knorpel. Hyalinknorpel kann im Körper als
getrennte Stücke
auftreten, oder alternativ kann dieser Knorpeltyp verschmolzen mit
den Gelenkenden von Knochen gefunden werden. Hyalinknorpel wird
im allgemeinen im Körper
als Gelenkknorpel, Rippenknorpel und temporärer Knorpel (d.h. Knorpel,
der schließlich
umgewandelt wird zu Knochen durch das Verfahren der Verknöcherung)
gefunden. Fibroknorpel ist ein Übergangsgewebe,
das typischerweise angeordnet ist zwischen Sehne und Knochen, Knochen
und Knochen und/oder Hyalinknorpel und Hyalinknorpel. Elastischer
Knorpel, welcher elastische Fasern enthält, die in der extrazellulären Matrix
verteilt sind, wird typischerweise in der Epiglottis, den Ohren
und der Nase gefunden.
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Ein übliches
Beispiel von Hyalinknorpelverletzung ist ein traumatischer Fokusgelenkknorpeldefekt
am Knie. Ein starker Aufschlag auf das Gelenk kann in der vollständigen oder
teilweisen Entfernung eines Knorpelfragments verschiedener Größe und Form
resultieren. Beschädigter
Gelenkknorpel kann die Gelenkfunktion stark einschränken, lähmenden Schmerz
verursachen und kann in langzeitigen chronischen Erkrankungen, wie
Osteoarthritis, resultieren, welche allmählich den Knorpel und unterliegenden
Knochen am Gelenk zerstören.
Verletzungen des Gelenkknorpelgewebes werden nicht spontan heilen
und erfordern eine chirurgische Intervention, wenn sie symptomatisch
sind. Die gegenwärtige
Modalität
der Behandlung besteht aus Spülung,
Entfernen von teilweise oder vollständig nicht angefügten Gewebefragmenten.
Zusätzlich
wird der Chirurg häufig
eine Vielzahl von Verfahren, wie Abrasion, Bohren oder Mikrofrakturen,
verwenden, um eine Blutung in dem Knorpeldefekt zu induzieren und
eine Bildung eines Blutgerinnsels. Es wird angenommen, daß die Zellen,
die aus dem Mark kommen, ein narbenartiges Gewebe bilden werden,
das Fibroknorpel genannt wird, das eine temporäre Erleichterung für einige Symptome
bereitstellen kann.
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Unglücklicherweise
weist das Fibroknorpelgewebe nicht die gleichen mechanischen Eigenschaften
wie Hyalinknorpel auf und baut sich schneller mit der Zeit als eine
Konsequenz des Abriebs ab. Patienten müssen daher typischerweise wiederholten
chirurgischen Verfahren unterzogen werden, die zum vollständigen Zerfall
der Knorpeloberfläche
führen
können.
Vor kurzem sind experimentelle Ansätze involvierend die Implantierung
von autologen Chondrozyten mit erhöhter Häufigkeit verwendet worden. Das
Verfahren schließt
die Ernte einer kleinen Biopsie von Gelenkknorpel in einem ersten
chirurgischen Verfahren ein, welcher dann zu einem Labor transportiert
wird, das in Zellkultur zur Verstärkung spezialisiert ist. Die
Gewebebiopsie wird mit Enzymen behandelt, die die Chondrozytenzellen
von der Matrix freigeben, und die isolierten Zellen werden für eine Dauer
von drei bis vier Wochen unter Verwendung von Standardgewebekulturmethoden
gezüchtet.
Sobald die Zellpopulation eine Zielzahl erreicht hat, werden die
Zellen zum Chirurgen zur Implantation während eines zweiten chirurgischen
Verfahrens zurückgesandt.
Dieses an manueller Arbeit intensive Verfahren ist extrem teuer
und zeitintensiv. Obwohl die klinischen Daten einen langzeitigen
Nutzen für
den Patienten nahelegen, haben die prohibitiven Kosten des Verfahrens
kombiniert mit dem traumatischen Einfluß von zwei chirurgischen Verfahren
am Knie einen Einsatz dieser Methode erschwert.
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Ein übliches
Beispiel einer Knorpelverletzung ist ein Schaden am Meniskus eines
Kniegelenks. Es gibt zwei Menisken des Kniegelenks, einen mittleren
und einen seitlichen Meniskus. Jeder Meniskus ist ein bikonkaves
Fibroknorpelgewebe, das zwischen dem Oberschenkelknochen und dem Schienbein
des Beins eingefügt
ist. Zusätzlich
zu den Menisken des Kniegelenks kann Meniskusknorpel ebenfalls gefunden
werden im akromioklavikulären Gelenk,
d.h. der Verbindung zwischen dem Schlüsselbein und dem Akromion des
Schulterblatts, im sternoklavikulärem Gelenk, d.h. der Verbindung
zwischen dem Schlüsselbein
und dem Sternum, und im temporomandibulären Gelenk, d.h. der Verbindung des
Unterkiefers. Die Hauptfunktionen des Meniskusknorpels sind, Belastungen
zu tragen, Stoß zu
absorbieren und ein Gelenk zu stabilisieren. Wenn nicht in geeigneter
Weise behandelt, kann eine Verletzung des Meniskus, wie ein „bucket-handle
tear" im Kniegelenk
zur Entwicklung von Osteoarthritis führen. Gegenwärtige herkömmliche
Behandlungsmodalitäten
für beschädigte Meniskusknorpel
schließen
das Entfernen und/oder die chirurgische Reparatur des beschädigten Knorpels
ein.
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Eine
weitere übliche
Form einer Gewebeverletzung schließt eine Schädigung der Bänder und/oder
Sehnen ein. Bänder
und Sehnen sind Kordeln oder Bänder
von faserartigem Gewebe, das weiches collagenartiges Gewebe enthält. Bänder verbinden
Knochen an Knochen, während
Sehnen Muskel mit Knochen verbinden. Sehnen sind faserartige Kordeln
oder Bänder
variabler Länge,
die eine beträchtliche
Festigkeit aufweisen, jedoch praktisch von Elastizität frei sind.
Bänder
sind im Gegensatz dazu im allgemeinen biegsam und flexibel, um es
dem Bandgewebe zu erlauben, eine freie Bewegung zu haben, und gleichzeitig
stark und nicht dehnbar, um das Bandgewebe davon abzuhalten, leicht
unter beaufschlagter Kraft zu gleiten. Bänder und Sehnen sind umfaßt von Muskelbündeln, welche
die Basisfibrillen des Bands oder der Sehne enthalten, ebenso wie den
Zellen, die das Band oder die Sehne erzeugen, bekannt als Fibroblasten.
Die Faszikel der Sehne sind im allgemeinen umfaßt von sehr dicht angeordneten
collagenartigen Fasern, parallelen Reihen von länglichen Fibroblasten, und
einer Proteoglykanmatrix. Die Faszikel enthalten ebenfalls eine
Proteoglykanmatrix, Fibroblasten und Collagenfibrillen, jedoch sind
die Fibrillen, die in Bandgewebe gefunden werden, im allgemeinen
weniger dicht und weniger strukturiert als die Fibrillen, die in
Sehnengewebe gefunden werden.
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Ein
Beispiel einer üblichen
Bandverletzung ist ein gerissenes vorderes Kreuzband (ACL), welches
eines der vier Hauptbänder
des Knies ist. Die Hauptfunktion des ACL ist es, eine Vortranslation, Drehlässigkeit
und Überdehnung
zu beschränken. Der
Mangel an ACL bewirkt Instabilität
des Kniegelenks und führt
zu degenerativen Änderungen
im Knie, wie Osteoarthritis. Die üblichste Reparaturmethode besteht
darin, das gerissene ACL zu entfernen und zu verwerfen und ein neues
ACL unter Verwendung von autologen Knochen-Kniescheibe, Sehnen-Knochen- oder Kniebeugersehnen
zu rekonstruieren. Obwohl diese Methode eine langzeitige klinische
Effizienz gezeigt hat, gibt es Morbidität, die mit der Erntestelle
des Gewebetransplantats verbunden ist. Synthetische Prothesevorrichtungen
sind klinisch in der Vergangenheit mit geringem Langzeiterfolg untersucht
worden. Die Vorteile eines synthetischen Implantats sind, daß der Patient
nicht unter der Spenderstellenmorbidität leidet, die mit Autotransplantatverfahren
verbunden ist, und daß Patienten
mit einem synthetischen Implantat in der Lage sind, einer schnelleren
Rehabilitation des Knies zu unterliegen. Diese synthetischen Vorrichtungen
waren zusammengesetzt aus nicht-resorbierbaren
Materialien und wurden ausgelegt, um Permanentprotheseimplantate
zu sein. Eine Anzahl von Problemen wurde während der klinischen Untersuchungen
dieser Implantate gefunden, wie beispielsweise Synovitis, Knochentunnelvergrößerung,
Abnutzungsfremdkörper
und Dehnung und Riß der
Vorrichtungen. Aus diesem Grunde ist eine Autotransplantatrekonstruktion
noch die am weitesten akzeptierte Lösung zur Reparatur eines gerissenen
ACL.
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Eine übliche Sehnenverletzung
ist eine beschädigte
oder gerissene Rotatormanschette, welche der Bereich des Schultergelenks
ist, der eine Kreisbewegung des Oberarmknochens relativ zum Schulterblatt
erleichtert. Die üblichste
Verletzung, die mit der Rotatormanschette in Verbindung steht, ist eine
Dehnung oder ein Riß zur
Supraspinatussehne. Dieser Riß kann
an der Insertionsstelle der Supraspinatussehne auftreten, wo die
Sehne an den Oberarmknochen angefügt ist, wodurch teilweise oder vollständig die
Sehne (abhängig
von der Schwere der Verletzung) vom Knochen freigegeben wird. Zusätzlich kann
die Dehnung oder der Riß innerhalb
der Sehne selbst auftreten. Eine Behandlung für eine gedehnte Sehne schließt üblicherweise
Ruhe und eine reduzierte Verwendung der Sehne ein. Abhängig von der
Schwere der Verletzung kann jedoch eine gerissene Sehne eine chirurgische
Intervention erforderlich machen, wie beispielsweise im Falle eines
vollständigen
Risses der Supraspinatussehne von dem Oberarmknochen. Im Falle eines
schweren Sehnenschadens kann eine chirurgische Intervention die
Reparatur und/oder Wiederanfügung
von gerissenem Gewebe einschließen,
was die typischerweise eine Heilungs- und Erholungsperiode erfordert.
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Es
gibt eine fortwährende
Notwendigkeit auf dem Fachgebiet für neue chirurgische Methoden
für die
chirurgische Behandlung von beschädigtem Gewebe (z.B. Knorpel,
Meniskusknorpel, Bänder,
Sehnen und Haut), die eine verläßlichere
Reparatur von Gewebe bewirken können
und die Heilung von beschädigtem
Gewebe erleichtern können.
Verschiedene chirurgische Implantate sind bekannt und sind verwendet
worden in chirurgischen Verfahren, um dabei zu helfen, diese Vorteile
zu erzielen. Beispielsweise ist es bekannt, verschiedene Vorrichtungen
und Methoden zum Erzeugen von Implantaten mit isolierten Zellen
beladen auf einem Liefervehikel zu verwenden. Solche Zell-gekeimten
Implantate werden in einem in vitro-Verfahren zum Herstellen und/oder
zur Reparatur von Knorpel durch Züchten von knorpelartigen Strukturen
verwendet, die aus Chondrozyten bestehen, die auf bioabbaubaren,
biokompatiblen, faserartigen, polymeren Matrizes gekeimt werden.
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Solche
Verfahren erfordern die anfängliche Isolierung
von Chondrozyten aus knorpelartigem Gewebe, bevor die Chondrozyten
auf den polymeren Matrizes gekeimt werden. Andere Methoden zur Reparatur
von beschädigtem
Gewebe verwenden Implantate mit Stamm- oder Progenitorzellen, die
verwendet werden, um das gewünschte
Gewebe herzustellen. Beispielweise ist es bekannt, Stamm- oder Progenitorzellen
zu verwenden, wie die Zellen innerhalb von Fettgewebe, Muskel oder
Knochenmark, um Knochen und/oder Knorpel bei einem Patienten zu
regenerieren. Die Stammzellen werden aus dem Patienten entfernt
und in einer Umgebung angeordnet, die für eine Knorpelbildung günstig ist,
wodurch die Fettgewebezellen induziert werden, eine unterschiedliche
Zellart zu poliferieren und zu erzeugen, wie beispielsweise Knorpelzellen.
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US
2002/062151A offenbart ein Verfahren zum Herstellen eines biotechnisierten
vorderen Kreuzbandes umfassend das Keimen pluripotenter Stammzellen
in einer zylindrischen Collagenmatrix.
US 4,597,766 A offenbart
Bioprothesesehnen und -bänder
umfassend eine isolierte, vernetzte Tiersehne oder ein -band mit
daran angefügt
wenigstens einem dekalzifierten Knochenchip.
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Es
besteht weiterhin eine Notwendigkeit auf dem Fachgebiet für neue Vorrichtungen
und Verfahren zum Herstellen oder Reparieren von beschädigtem Gewebe
und zum Beschleunigen der Heilung des beschädigten Gewebes.
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ZUSAMMENFASSUNG
DER ERFINDUNG
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Diese
Erfindung betrifft biokompatible Gewebeimplantate, wie sie in Anspruch
1 definiert werden, zur Verwendung in der Behandlung von Gewebe. Beispielsweise
können
die Gewebeimplantate für
die Reparatur und/oder Regeneration von erkranktem oder beschädigtem Gewebe
verwendet werden. Ferner können
die Gewebeimplantate zur Gewebeauflockerung, kosmetische Behandlungen,
therapeutische Behandlungen, Gewebevermehrung und Gewebereparatur
verwendet werden. Die Implantate schließen ein biokompatibles Stützgerüst ein,
das mit wenigstens einem zerkleinerten Gewebeteilchen herrührend von
Band- oder Sehnengewebe und einschließend lebensfähige Zellen,
die von dem Gewebeteilchen auf das Stützgerüst migrieren können, verbunden
ist. Die biokompatiblen Gewebeimplantate können ebenfalls ein zusätzliches
biologisches Agens und/oder ein optional haltendes Element, das über dem
zerkleinerten Gewebe angeordnet ist, einschließen.
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Das
Gewebeteilchen ist bevorzugt assoziiert mit einer physiologischen
Pufferlösung,
um eine Suspension zu bilden.
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Die
Implantate können
hergestellt werden durch Bereitstellen wenigstens eines biokompatiblen Stützgerüsts und
einer Probe an zerkleinertem Gewebe, Verarbeiten der Gewebeprobe,
um eine Suspension an lebensfähigem
Gewebe mit wenigstens einem zerkleinerten Gewebefragment zu erzeugen und
Ablagern der Gewebeprobe auf dem biokompatiblen Stützgerüst.
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In
einer Ausführungsform,
in welcher das Implantat zur Gewebereparatur verwendet wird, kann das
Gewebereparaturimplantat verwendet werden, um eine Vielzahl von
Verletzungen zu behandeln, wie beispielsweise Verletzungen, die
innerhalb des Muskel-Skelett-Systems auftreten, wie Rotartormanschettenverletzungen,
ACL-Risse oder Meniskusrisse, ebenso wie Verletzungen, die in anderen
Bindegeweben auftreten, wie Haut und Knorpel. Ferner können solche
Implantate in anderen orthopädischen chirurgischen
Verfahren verwendet werden, wie Hand- und Fußchirurgie, um Gewebe, wie
Bänder, Nerven
und Sehnen, zu reparieren.
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KURZE BESCHREIBUNG DER
ZEICHNUNGEN
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Die
Erfindung wird vollständiger
verstanden durch Bezugnahme auf die folgende detaillierte Beschreibung,
wenn sie in Verbindung mit den beigefügten Zeichnungen betrachtet
wird, in denen:
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1A eine
Fotomikrografie ist, die zeigt, daß Zellen in einer Knorpelgewebeprobe
in weitem Maße
in ein Polymerstützgerüst migrieren;
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1B eine
Fotomikrografie ist, die zeigt, daß die migrierenden Zellen nach 1A ihren
Phänotyp
bewahren und die migrierenden Zellen eine zelluläre Matrix erstellen, die positiv
für sulfatiertes Glykosaminoglykan
unter Verwendung des Färbemittels
Safranin O färben;
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2A eine
Fotomikrografie ist, die zeigt, daß Zellen innerhalb des zerkleinerten
Gewebes beladen auf den biokompatiblen Stützgerüsten, folgend einer Implantation
in SCID-Mäuse
proliferiert sind und das gesamte Stützgerüst füllen;
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2B eine
Fotomikrografie ist, die zeigt, daß Zellen innerhalb des zerkleinerten
Gewebes, folgend einer Implantation in SCID-Mäuse, chondrozytenartig sind
und durch eine reichliche Matrix umgeben sind, die positiv für Safranin
O färbt;
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3A eine
Fotomikrografie ist, die ein Stützgerüst beladen
mit zerkleinertem Gewebe veranschaulicht;
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3B eine
Fotomikrografie ist, die ein Stützgerüst beladen
mit zerkleinertem Gewebe und an Blutplättchen reichem Plasma (PRP)
veranschaulicht und zeigt, daß Wachstumsfaktoren
in dem PRP nützlich
sind bei der Förderung
der Migration von Chondrozytenzellen aus dem zerkleinerten Gewebe und
zum Fördern
der Aufrechterhaltung differenzierter Phänotypen der Chondrozytenzellen
innerhalb der Stützgerüste;
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4 eine
Fotomikrografie ist, die zeigt, daß autologe Zelldispersion (erhalten
von Haut) histologisch als Keratinozytinseln vorhanden ist,
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5A eine
Fotomikrografie ist, die die weitläufige Migration von Zellen
in die Polymerstützgerüste nach
Inkubation für
sechs Wochen in Kultur zeigt, wobei die biokompatiblen Stützgerüste zerkleinerte
vordere Kreuzbandgewebefragmente aufweisen, die mit Collagenase
behandelt worden sind;
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5B eine
Fotomikrografie ist, die die weitläufige Migration von Zellen
in die Polymerstützgerüste nach
Inkubation für
sechs Wochen in Kultur zeigt, wobei die biokompatiblen Stützgerüste zerkleinerte
vordere Kreuzbandgewebefragmente aufweisen, die ohne Collagenase
behandelt worden sind;
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6A ein
Graph ist, der zeigt, daß Zellen
in einer Meniskusexplantatprobe weitläufig in ein Polymerstützgerüst migrieren;
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6B eine
Fotomikrografie ist, die die Histologie von Querschnitten des assoziierten
Meniskusexplantats und von biokompatiblen Stützgerüsten veranschaulicht, welche
zeigt, daß Zellen
in der Meniskusexplantatprobe in das Polymerstützgerüst migrieren.
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7A–7C Fotomikrografien
von histologischen Schnitten von Explantatproben sind, die folgend
der Vorgehensweise aus Beispiel 7 erhalten wurden, zeigend die Verteilung
und die Natur von Gewebe, das innerhalb eines Stützgerüsts gebildet wird und aus zerkleinerten
Knorpelgewebefragmenten gezüchtet
wird.
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8A–8C Fotomikrografien
von histologischen Schnitten von Explantatproben sind, die folgend
der Vorgehensweise nach Beispiel 7 erhalten wurden, zeigend die
Verteilung und die Natur von innerhalb eines Stützgerüsts gebildeten Gewebes und gezüchtet aus
Knochenknorpelpaste.
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9 ein
Graph ist, der die Anzahl an Zellen vergleicht, die aus unterschiedlichen
Größen von zerkleinerten
Knorpelgewebefragmenten erhalten werden.
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10A–10C Fotomikrografien von histologischen Schnitten
von Explantatproben sind, die folgend der Vorgehensweise nach Beispiel
8 erhalten wurden, zeigend die Einheitlichkeit des knorpelartigen
Gewebes, das mit zerkleinerten Knorpelgewebefragmenten unterschiedlicher
Größen erhalten
wurde.
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DETAILLIERTE
BESCHREIBUNG DER ERFINDUNG
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Die
biokompatiblen Gewebeimplantate der vorliegenden Erfindung werden
bei der Behandlung verschiedener Gewebearten für verschiedene Zwecke verwendet.
Beispielsweise können
die Implantate verwendet werden für die Reparatur und/oder Regeneration
erkrankten oder beschädigten
Gewebes, oder sie können
verwendet werden für
Gewebeauflockerung, Gewebevermehrung, kosmetische Behandlungen,
therapeutische Behandlungen und zur Gewebeversiegelung. Die Gewebeimplantate
schließen ein biokompatibles
Stützgerüst und ein
zerkleinertes Gewebe mit wenigstens einem zerkleinerten Gewebefragment
ein, wobei das zerkleinerte Gewebe mit dem Stützgerüst assoziiert ist. Das zerkleinerte
Gewebe schließt
wenigstens eine lebensfähige
Zelle ein, die aus dem Gewebefragment und auf das Stützgerüst migrieren
kann.
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Obwohl
die Implantate manchmal hierin bezeichnet werden als „Gewebereparaturimplantate" und die Verfahren
zur Verwendung der Implantate manchmal gekennzeichnet werden als
Gewebereparaturmethoden, ist es zu verstehen, daß die Implantate für eine Vielzahl
von Gewebebehandlungen verwendet werden können, einschließend, jedoch
nicht begrenzt auf Gewebereparatur, Gewebeauflockerung, kosmetische
Behandlungen, therapeutische Behandlungen, Gewebevermehrung und
Gewebeversiegelung.
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Das
biokompatible Gewebeimplantat der vorliegenden Erfindung schließt ein biokompatibles Stützgerüst mit wenigstens
einem Teil in Kontakt mit der zerkleinerten Gewebesuspension ein.
Die zerkleinerte Gewebesuspension kann auf der äußeren Oberfläche des
Stützgerüsts angeordnet
sein, auf einem inneren Bereich des Stützgerüsts und irgendeiner Kombination
derselben, oder alternativ kann das gesamte Stützgerüst in Kontakt mit der zerkleinerten Gewebesuspension
sein. Das Stützgerüst kann
unter Verwendung praktisch jeden Materials oder Lieferungsvehikels
gebildet werden, das biokompatibel, bioimplantierbar, leicht sterilisiert
wird, und das ausreichende strukturelle Integrität und physikalische und/oder
mechanische Eigenschaften aufweist, um eine einfache Handhabung
in einer Operationsraumumgebung bereitzustellen, und um es zu ermöglichen,
Nähte oder
andere Befestigungsvorrichtungen ohne wesentliches Reißen anzunehmen
und zu halten. Alternativ könnte
das Stützgerüst in Form
eines injizierbaren Gels sein, das am Ort der defekten Stelle härtet. Ausreichende
Festigkeit und physikalische Eigenschaften werden in dem Stützgerüst durch
die Auswahl der verwendeten Materialien, um das Stützgerüst zu bilden,
und dem Herstellungsverfahren entwickelt. Bevorzugt ist das Stützgerüst ebenfalls
biegsam, um es dem Stützgerüst zu ermöglichen,
sich an die Abmessungen der Zielstelle der Implantation anzupassen.
In einigen Ausführungsformen
kann das Stützgerüst ein bioresorbierbares
oder bioabsorbierbares Material sein.
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In
einer Ausführungsform
der vorliegenden Erfindung kann das Stützgerüst aus einem biokompatiblen
Polymer gebildet sein. Eine Vielzahl von biokompatiblen Polymeren
kann verwendet werden, um die biokompatiblen Gewebeimplantate oder
Stützgerüstvorrichtungen
gemäß der vorliegenden
Erfindung herzustellen. Die biokompatiblen Polymere können synthetische
Polymere, natürliche
Polymere oder Kombinationen derselben sein. Wenn hierin verwendet,
bedeutet der Begriff „synthetisches
Polymer" Polymere,
die nicht in der Natur gefunden werden, sogar wenn die Polymere
aus natürlichen
vorkommenden Biomaterialien gebildet werden. Der Begriff „natürliches
Polymer" bezieht
sich auf Polymere, die natürlich
auftreten. In Ausführungsformen,
wo das Stützgerüst wenigstens
ein synthetisches Polymer einschließt, können geeignete biokompatible
synthetische Polymere Polymere einschließen, die ausgewählt sind
aus der Gruppe bestehend aus aliphatischem Polyester, Poly(aminosäuren), Copoly(ether-estern),
Polyalkylenenoxalaten, Polyamiden, Tyrosin-abgeleiteten Polycarbonaten,
Poly(iminocarbonaten), Polyorthoestern, Polyoxaestern, Polyamidoestern,
Polyoxaestern enthaltend Amingruppen, Poly(anhydriden), Polyphosphazenen
und Mischungen derselben. Geeignete synthetische Polymere zur Verwendung
in der vorliegenden Erfindung können ebenfalls
biosynthetische Polymere auf der Basis von Sequenzen einschließen, die
in Collagen, Elastin, Thrombin, Fibronektin, Stärken, Poly(aminosäure), Poly(propylenfumarat),
Gelatine, Alginat, Pektin, Fibrin, oxidierter Zellulose, Chitin,
Chitosan, Tropoelastin, Hyaluronsäure, Ribonukleinsäure, Desoxyribonukleinsäure, Polypeptiden,
Proteinen, Polysacchariden, Polynukleotiden und Kombinationen derselben
gefunden werden.
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Für die Zwecke
dieser Erfindung schließen aliphatische
Polyester ein, sind aber nicht begrenzt auf Homopolymere und Copolymere
von Lactid (welches Milchsäure,
D-, L- und meso-Lactid einschließt); Glycolid (einschließend Glycolsäure), ε-Caprolacton; p-Dioxanon
(1,4-Dioxan-2-on); Trimethylencarbonat (1,3-Dioxan-2-on); Alkylderivate
von Trimethylencarbonat, δ-Valerolacton; β-Butyrolacton; γ-Butyrolacton; ε-Decalacton;
Hydroxybutyrat; Hydroxyvalerat; 1,4-Dioxepan-2-on (einschließend sein
Dimer 1,5,8,12-Tetraoxacyclotetradekan-7,14-dion);
1,5-Dioxepan-2-on; 6,6-Dimethyl-1,4-dioxan-2-on; 2,5-Diketomorpholin;
Pivalolacton; α,α-Diethylpropiolacton, Ethylencarbonat;
Ethylenoxalat; 3-Methyl-1,4-dioxan-2,5-dion; 3,3-Diethyl-1,4-dioxan-2,5-dion; 6,6-Dimethyl-dioxepan-2-on;
6,8-Dioxabicycloctan-7-on, und Polymermischungen derselben. Aliphatische
Polyester, die in der vorliegenden Erfindung verwendet werden, können Homopolymere oder
Copolymere (statistisch, Block, segmentiert, verjüngte Blöcke, Pfropf,
Triblock, etc.) mit einer linearen, verzweigten oder Sternstruktur
sein. Poly(iminocarbonate) für
die Zwecke dieser Erfindung werden verstanden, um solche Polymere
einzuschließen,
die von Kemnitzer und Kohn in Handbook of Biodegradable Polymers,
herausgegeben von Domb, et.al., Hardwood Academic Press. Seiten
251–272 (1997)
beschrieben werden. Copoly(ether-ester) für die Zwecke dieser Erfindung
werden verstanden, um solche Copolyester-ether einzuschließen, die
in dem Journal of Biomaterials Research, Band 22, Seiten 993–1009, 1988,
von Cohn und Younes, und in Polymer Preprints (ACS Division of Polymer
Chemistry), Band 30 (1), Seite 498, 1989 von Cohn (z.B. PEO/PLA)
beschrieben werden. Polyalkylenoxalate für die Zwecke dieser Erfindung
schließen
solche ein, die in den US-Patenten 4,208,511; 4,141,087; 4,310,639;
4,140,678; 4,105,034; und 4,205,399 beschrieben werden. Polyphosphazen,
Polymere auf Basis von co-, ter- und höher geordneten, gemischten
Monomeren, hergestellt aus L-Lactid, D,L-Lactid, Milchsäure, Glycolid,
Glycolsäure,
para-Dioxanon, Trimethylencarbonat und ε-Caprolacton, wie die von Allcock
in The Encyclopedia of Polymer Science, Band 13, Seiten 31–41, Wiley
Intersciences, John Wiley & Sons,
1988 und von Vandorpe, et al in dem Handbook of Biodegradable Polymers,
herausgegeben von Domb, et al., Hardwood Academic Press, Seiten
161–182
(1997) beschrieben werden. Polyanhydride schließen solche ein, die abgeleitet
werden aus Disäuren
der Form HOOC-C
6H
4-O-(CH
2)
m-O-C
6H
4-COOH, wobei „m" eine ganze Zahl im Bereich von 2 bis
8 ist, und Copolymere derselben mit aliphatischen alpha-omega-Disäuren von
bis zu 12 Kohlenstoffen. Polyoxaester, Polyoxamide und Polyoxaester
enthaltend Amine und/oder Amidogruppen werden beschrieben in einem
oder mehreren der folgenden:
US
5,464,929 ; 5,595,751; 5,597,579; 5,607,687; 5,618,552; 5,620,698;
5,645,850; 5,648,088; 5,698,213; 5,700,583; und 5,859,150. Polyorthoester
wie solche, die von Heller in Handbook of Biodegradable Polymers,
herausgegeben von Domb, et al., Hardwood Academic Press, Seite 99–118 (1997),
beschrieben werden.
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Wenn
hierin verwendet, wird der Begriff „Glycolid" verstanden, um Polyglycolsäure einzuschließen. Ferner
wird der Begriff „Lactid" verstanden, um L-Lactid,
D-Lactid, Mischungen derselben und Milchsäurepolymere und -copolymere
einzuschließen.
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Elastomere
Copolymere sind ebenfalls besonders geeignet in der vorliegenden
Erfindung. Geeignete elastomere Polymere schließen solche mit einer inhärenten Viskosität im Bereich
von 1,2 dL/g bis 4 dL/g, bevorzugter 1,2 dL/g bis 2 dL/g und am
bevorzugtesten 1,4 dL/g bis 2 dL/g, wie bestimmt bei 25°C in einer
0,1 Gramm pro Deziliter (g/dL) Lösung von
Polymer in Hexafluorisopropanol (HFIP), ein. Ferner zeigen geeignete
Elastomere eine hohe prozentuale Dehnung und einen geringen Modul,
während
sie eine gute Zugfestigkeit und gute Erholungseigenschaften aufweisen.
In den bevorzugten Ausführungsformen
dieser Erfindung zeigt das Elastomer eine prozentuale Dehnung von
größer als
200% und bevorzugt größer als
500%. Zusätzlich
zu diesen Dehnungs- und Moduleigenschaften sollten geeignete Elastomere
ebenfalls eine Zugfestigkeit von größer als 3,45 MPa (500 psi),
bevorzugt größer als
6,89 Mpa (1000 psi) und eine Reißfestigkeit von größer als 345
kPa (50 lbs/inch), bevorzugt größer als
552 kPa (80 lbs/inch) aufweisen.
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Beispielhafte
biokompatible Elastomere, die in der vorliegenden Erfindung verwendet
werden können,
schließen
ein, sind jedoch nicht begrenzt auf elastomere Copolymere von ε-Caprolacton und Glycolid
(einschließend
Polyglycolsäure)
mit einem Molverhältnis
von ε-Caprolacton zu Glycolid
von 35:65 bis 65:35, bevorzugter von 45:55 bis 35:65; elastomere
Copolymere von ε-Caprolacton
und Lactid (einschließend
L-Lactid, D-Lactid, Mischungen derselben, und Milchsäurepolymere
und -copolymere), wobei das Molverhältnis von ε-Caprolacton zu Lactid von 35:65 bis
65:35 und bevorzugter von 45:55 bis 30:70 oder von 95:5 bis 85:15
ist; elastomere Copolymere von p-Dioxanon (1,4-Dioxan-2-on) und
Lactid (einschließend
L-Lactid, D-Lactid, Mischungen derselben, und Milchsäurepolymere
und -copolymere), wobei das Molverhältnis von p-Dioxanon zu Lactid von
40:60 bis 60:40 ist; elastomere Copolymere von ε-Caprolacton und p-Dioxanon,
wobei das Molverhältnis
von ε-Caprolacton
zu p-Dioxanon von 30:70 bis 70:30 ist; elastomere Copolymere von
p-Dioxanon und Trimethylencarbonat,
wobei das Molverhältnis
von p-Dioxanon zu Trimethylencarbonat von 30:70 bis 70:30 ist; elastomere
Copolymere von Trimethylencarbonat und Glycolid (einschließend Polyglycolsäure), wobei
das Molverhältnis
von Trimethylencarbonat zu Glycolid von 30:70 zu 70:30 ist; elastomere
Copolymere von Trimethylencarbonat und Lactid (einschließend L-Lactid,
D-Lactid, Mischungen derselben, und Milchsäurepolymere und -copolymere),
wobei das Molverhältnis
von Trimethylencarbonat zu Lactid von 30:70 bis 70:30 ist; und Mischungen derselben.
Beispiele geeigneter biokompatibler Elastomere werden in den US-Patenten
4,045,418; 4,057,537 und 5,468,253 beschrieben.
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In
einer Ausführungsform
ist das Elastomer ein Copolymer von 35:65 ε-Caprolacton und Glycolid, gebildet
in einem Dioxanlösungsmittel
und einschließend
ein Polydioxanonnetz. In einer anderen Ausführungsform ist das Elastomer
ein Copolymer von 40:60 ε-Caprolacton und Lactid
mit einem Polydioxanonnetz. In noch einer weiteren Ausführungsform
ist das Elastomer eine 50:50-Mischung eines 35:65 Copolymers aus ε-Caprolacton und Glycolid
und 40:60 Copolymers von ε-Caprolacton
und Lactid. Das Polydioxanonnetz kann in der Form eines einschichtigen, dicken,
zweidimensionalen Netzes oder eines mehrschichtigen, dicken, dreidimensionalen
Netzes sein.
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Das
Stützgerüst der vorliegenden
Erfindung kann optional aus einem bioresorbierbaren oder bioabsorbierbaren
Material gebildet sein, das die Fähigkeit hat, in einer zeitgemäßen Weise
in der Körperumgebung
zu resorbieren. Die Unterschiede in der Absorptionszeit unter in
vivo-Bedingungen können ebenfalls
die Basis zur Kombination von zwei unterschiedlichen Copolymeren
sein, wenn die Stützgerüste der
vorliegenden Erfindung gebildet werden. Beispielsweise kann ein
Copolymer aus 35:65 ε-Caprolacton
und Glycolid (ein verhältnismäßig schnell absorbierendes
Polymer) mit 40:60 Copolymer von ε-Caprolacton
und L-Lactid (ein verhältnismäßig langsam
absorbierendes Polymer) vermischt werden, um ein biokompatibles
Stützgerüst zu bilden. Abhängig von
der verwendeten Verarbeitungsmethode können die zwei Bestandteile
entweder statistisch miteinander verbundene, bikontinuierliche Phasen sein,
oder die Bestandteile könnten
eine gradientenartige Architektur in der Form eines laminatartigen Verbunds
mit einer gut integrierten Grenzfläche zwischen den zwei Bestandteilsschichten
aufweisen. Die Mikrostruktur dieser Stützgröße kann optimiert werden, um
die gewünschten
anatomischen Merkmale des Gewebes, das wieder gezüchtet wird,
zu regenerieren oder zu reparieren.
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In
einer Ausführungsform
ist es wünschenswert,
Polymermischungen zu verwenden, um Stützgerüste zu bilden, welche von einer
Zusammensetzung zu einer anderen Zusammensetzung in einer gradientenartigen
Architektur übergehen.
Stützgerüste mit
dieser gradientenartigen Architektur sind insbesondere vorteilhaft
bei Tissue Engineering-Anwendungen,
um die Struktur von natürlich
auftretendem Gewebe, wie Knorpel (Gelenk, Meniskus, septal, tracheal,
aurikulär,
costal, etc.), Sehne, Band, Nerv, Ösophagus, Haut, Knochen und
Vaskulargewebe, zu reparieren oder zu regenerieren. Beispielsweise
kann durch Mischen eines Elastomers von ε-Caprolacton-co-glycolid mit ε-Caprolacton-co-lactid (z.B.
mit einem Molverhältnis
von etwa 5:95) ein Stützgerüst gebildet
werden, das von einem weicheren schwammartigen Material zu einem
steiferen, festeren Material übergeht,
beispielsweise in einer Weise, die ähnlich ist zu dem Übergang
von Knorpel zu Knochen. Selbstverständlich wird ein Fachmann auf
dem Gebiet erkennen, daß andere
Polymermischungen verwendet werden können für ähnliche Gradienteneffekte,
oder um unterschiedliche Gradienten (z.B. unterschiedliche Absorptionsprofile, Spannungsreaktionsprofile
oder unterschiedliche Elastizitätsgerade)
bereitzustellen. Beispielsweise können solche Designmerkmale
einen Konzentrationsgradienten für
die Suspension an zerkleinertem Gewebe assoziiert mit den Stützgrößten der
vorliegenden Erfindung begründen,
so daß eine
höhere Konzentration
der Gewebefragmente in einem Bereich des Implantats (z.B. einem
inneren Bereich) als an einem anderen Bereich (z.B. äußeren Bereichen) vorhanden
ist.
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Das
biokompatible Stützgerüst des Gewebereparaturimplantats
der vorliegenden Erfindung kann ebenfalls ein Verstärkungsmaterial
einschließen,
das umfaßt
ist von irgendeinem absorbierbaren oder nicht -absorbierbarem Textil
mit beispielsweise gewebten, gestrickten, kett-gestrickten (d.h.
schlingenartigen), vliesartigen- oder geflochtenen Strukturen. In
einer Ausführungsform
weist das Verstärkungsmaterial
eine netzartige Struktur auf. In irgendeiner der obigen Strukturen
können
mechanische Eigenschaften des Materials durch Änderung der Dichte oder der
Textur des Materials, der Strick- oder Webart des Materials, der
Dicke des Materials oder durch Einbettung von Partikeln in das Material geändert werden.
Die mechanischen Eigenschaften des Materials können ebenfalls durch Erzeugung
von Stellen innerhalb des Netzes geändert werden, wo die Fasern
physikalisch miteinander gebunden sind oder physikalisch mit einem
anderen Agens gebunden sind, wie beispielsweise einem Klebstoff
oder einem Polymer. Die Fasern, die verwendet werden, um die Verstärkungskomponente
herzustellen, können Monofilamente,
Garne, Fäden,
Flechtwerke oder Faserbündel
sein. Diese Fasern können
hergestellt sein aus irgendeinem biokompatiblen Material einschließend bioabsorbierbarem
Materialien, wie Polymilchsäure (PLA),
Polyglycolsäure
(PGA), Polycaprolacton (PCL), Polydioxanon (PDO), Trimethylencarbonat
(TMC), Copolymere oder Mischungen derselben. Diese Fasern können ebenfalls
hergestellt werden aus irgendwelchen biokompatiblen Materialien
auf der Basis von natürlichen
Polymeren, einschließend Seide
und Materialien auf Collagenbasis. Diese Fasern können ebenfalls
hergestellt werden aus irgendeiner biokompatiblen Faser, die nicht
resorbierbar ist, wie beispielsweise Polyethylen, Polyethylenterephthalat,
Poly(tetrafluorethylen), Polycarbonat, Polypropylen und Poly(vinylalkohol).
In einer Ausführungsform
werden die Fasern gebildet aus 95:5 Copolymer aus Lactid und Glycolid.
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In
einer weiteren Ausführungsform
können die
Fasern, die das Verstärkungsmaterial
bilden, hergestellt sein aus einem bioabsorbierbaren Glas. Bioglas,
ein Silikat enthaltend Calciumphosphatglas, oder Calciumphosphatglas
mit variierenden Mengen an festen Teilchen zugefügt, um Resorptionszeit zu steuern,
sind Beispiele von Materialien, die in Glasfasern gesponnen werden
könnten
und für
das Verstärkungsmaterial
verwendet werden können.
Geeignete feste Teilchen, die zugefügt werden können, schließen Eisen,
Magnesium, Natrium, Kalium und Kombinationen derselben ein.
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Die
biokompatiblen Stützgerüste ebenso
wie das Verstärkungsmaterial
können
ebenfalls gebildet aus einem dünnen,
perforation-enthaltenden elastomeren Bogen mit Poren oder Perforationen,
um Gewebeeinwuchs zu erlauben. Ein solcher Bogen könnte hergestellt
sein aus Mischungen oder Copolymeren von Polymilchsäure (PLA),
Polyglycolsäure (PGA),
Polycaprolacton (PCL) und Polydioxanon (PDO).
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In
einer Ausführungsform
können
die Filamente, die die biokompatiblen Stützgerüst oder das Verstärkungsmaterial
bilden, coextrudiert sein, um ein Filament mit einer Mantel/Kern-Konstruktion herzustellen.
Solche Filamente sind umfaßt
von einem Mantel aus bioabbaubarem Polymer, das einen oder mehrere
Kerne umfaßt
von anderem bioabbaubaren Polymer umgibt. Filamente mit einem schnell
absorbierenden Mantel umgebend einen langsamer absorbierenden Kern
können
wünschenswert
sein in Fällen,
wo eine ausgedehnte Trägerung
für Gewebeeinwuchs
notwendig ist.
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Ein
Fachmann auf dem Gebiet wird erkennen, daß eine oder mehrere Schichten
des Verstärkungsmaterials
verwendet werden können,
um das Gewebeimplantat der Erfindung zu verstärken. Zusätzlich können bioabbaubare textile Stützgerüste, wie
beispielsweise Netze, der gleichen Struktur und Chemie oder unterschiedlicher
Strukturen und Chemien aufeinander übergelegt werden, um biokompatible
Gewebeimplantate mit verbesserter mechanischer Festigkeit herzustellen.
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In
Ausführungsformen,
wo das Stützgerüst wenigstens
ein natürliches
Polymer einschließt, schließen geeignete
Beispiele von natürlichen
Polymeren ein, sind aber nicht begrenzt auf Materialien auf Fibrinbasis,
Materialien auf Collagenbasis, Materialien auf Hyaluronsäure, Materialien
auf Glycoproteinbasis, Materialien auf Zellulosebasis, Seilen und Kombinationen
derselben. Mittels nicht begrenzender Beispiele kann das biokompatible
Stützgerüst konstruiert
sein aus einer Dünndarmsubmucosa
auf Collagenbasis.
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In
einer weiteren Ausführungsform
der vorliegenden Erfindung kann das biokompatible Stützgerüst gebildet
sein aus einem biokompatiblen keramischen Material. Geeignete biokompatible
keramische Materialien schließen
beispielsweise Hydroxyapatit, α-Tricalciumphosphat, β-Tricalciumphosphat, bioaktives
Glas, Calciumphosphat, Calciumsulfat, Calciumcarbonat, xenogenes
und allogenes Knochenmaterial und Kombination derselben ein. Geeignete
bioaktive Glasmaterialien zur Verwendung in der vorliegenden Erfindung
schließen
Silikate enthaltend Calciumphosphatglas, oder Calciumphosphatglas
mit variierenden Mengen an festen Teilchen zugefügt, um die Resorptionszeit
zu steuern, ein. Geeignete Verbindungen, die in das bioaktive Calciumphosphatglas
integriert werden können,
schließen ein,
sind jedoch nicht begrenzt auf Magnesiumoxid, Natriumoxid, Kaliumoxid,
und Kombinationen derselben.
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In
noch einer weiteren Ausführungsform
der Gewebeimplantate der vorliegenden Erfindung kann das Stützgerüst gebildet
sein unter Verwendung von Gewebetransplantaten, wie sie erhalten
werden können
aus autogenem Gewebe, auogenem Gewebe und xenogenem Gewebe. Mittels
nicht begrenzender Beispiele können
Gewebe, wie Haut, Knorpel, Band, Sehne, Periosteum, Perichondrium,
Synovialmembran, Fascia, Mesenter und Sehne verwendet werden als
Gewebetransplantate, um das biokompatible Stützgerüst zu bilden. In einigen Ausführungsformen, wo
ein allogenes Gewebe verwendet wird, kann Gewebe eines Fötus oder
von Neugeborenen verwendet werden, um die Immunogenizität, die mit
einigen Geweben von Erwachsenen verbunden ist, zu vermeiden.
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In
einer weiteren Ausführungsform
könnte das
Stützgerüst in der
Form eines injizierbaren Gels sein, das am Ort an der defekten Stelle
härten
würde. Das
Gel kann ein biologisches oder synthetisches Hydrogel sein, einschließend Alginat,
vernetztes Alginat, Hyaluronsäure,
Collagengel, Fibrinklebstoff, Fibrinklümpchen, Poly(N-Isopropylacrylamid),
Agarose, Chitin, Chitosan, Cellulose, Polysaccharide, Poly(oxyalkylen),
ein Copolymer von Poly(ethylenoxid)-poly(propylenoxid), Poly(vinylalkohol),
Polyacrylat, Klümpchen
von blutplättchenreichem
Plasma (PRP), Klümpchen
an bluttplättchenarmem
Plasma (PPP), Matrigel oder Mischungen derselben.
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In
einer weiteren Ausführungsform
der Gewebeimplantate kann das Stützgerüst gebildet
sein aus einer polymeren Schaumkomponente mit Poren mit einer offenen
Zellporenstruktur. Die Porengröße kann
variieren, jedoch sind bevorzugt die Poren von einer Größe, um Gewebeeinwuchs
zu erlauben. Bevorzugter ist die Porengröße im Bereich von 50 bis 1000
Mikrometer, und noch bevorzugter im Bereich von 50 bis 500 Mikrometer.
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Die
polymere Schaumkomponente kann optional eine Verstärkungskomponente
enthalten, wie beispielsweise die oben offenbarten Textilien. In
einigen Ausführungsformen,
wo die polymere Schaumkomponente eine Verstärkungskomponente enthält, kann
die Schaumkomponente mit der Verstärkungskomponente so integriert
werden, daß die
Poren der Schaumkomponente das Netz der Verstärkungskomponente penetrieren
und sich mit der Verstärkungskomponente
verschließen.
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Die
Schaumkomponente des Gewebeimplantats kann als ein Schaum durch
eine Vielzahl von Methoden gebildet werden, die Fachleuten auf dem Gebiet
gut bekannt sind und beispielsweise können die polymeren Ausgangsmaterialien
durch Lyophilisierung, über
kritisches Lösungsmittelschäumen (d.h.
wie in
EP 464,163 beschrieben),
Gasinjektionsextrusion, Gasinjektionsformen oder Gießen mit
einem extrahierbaren Material (z.B. Salzen, Zucker oder ähnlichen
geeigneten Materialien) geschäumt werden.
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In
einer Ausführungsform
kann die Schaumkomponente der entworfenen Gewebereparaturimplantatvorrichtungen
der vorliegenden Erfindung hergestellt werden durch eine Polymer-Lösungsmittelphasen-Trennmethode,
wie Lyophilisierung. Im allgemeinen kann jedoch eine Polymerlösung in
zwei Phasen durch irgendeine der vier Methoden getrennt werden:
(a) thermisch induzierte Gelierung/Kristallisation; (b) Nichtlösungsmittel-induzierte
Trennung von Lösungsmittel-
und Polymerphasen; (c) chemisch induzierte Phasenseparation; und
(d) thermisch induzierte Spinodalzersetzung. Die Polymerlösung wird
in einer kontrollierten Art und Weise in entweder zwei getrennte
Phasen oder zwei bikontinuierliche Phasen getrennt. Ein anschließendes Entfernen der
Lösungsmittelphase
beläßt üblicherweise
eine poröse
Struktur mit einer Dichte, die kleiner ist als diejenige des Massenpolymers,
und mit Poren in Mikrometerbereichen. Siehe Microcellular Foams
Via Phase Separation, J. Vac. Sci. Technol., A.T. Young, Band 4
(3), Mai/Juni 1986.
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Die
Schritte, die in der Herstellung dieser Schäume involviert sind, schließen ein
Auswählen der
richtigen Lösungsmittel
für die
zu lyophilisierenden Polymere und das Herstellen einer homogenen Lösung ein.
Als nächstes
wird die Polymerlösung
einem Gefrier- und Vakuumtrocknungszyklus unterzogen. Die Gefrierschrittphase
trennt die Polymerlösung
und der Vakuumtrocknungsschritt entfernt das Lösungsmittel durch Sublimation
und/oder Trocknung, zurücklassend
eine poröse
Polymerstruktur oder einen verbundenen, offenzelligen, porösen Schaum.
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Geeignete
Lösungsmittel,
die in der Herstellung der Schaumkomponente verwendet werden können, schließen ein,
sind aber nicht begrenzt auf Ameisensäure, Ethylformat, Essigsäure, Hexafluorisopropanol
(HFIP), cyclische Ether (z.B. Tetrahydrofuran (THF), Dimethylenfluorid
(DMF) und Polydioxanon (PDO)), Aceton, Acetate von C2- bis C5-Alkoholen (z.B. Ethylacetat
und t-Butylacetat), Glyme (z.B. Monoglyme, Ethylglyme, Diglyme,
Ethylglyme, Triglyme, Butyldiglyme und Tetraglyme), Methylethylketon,
Dipropylenglycolmethylether, Lactone (z.B. γ-Valerolacton, δ-Valerolacton, β-Butyrolacton, γ-Butyrolacton),
1,4-Dioxan, 1,3-Dioxolan, 1,3-Dioxolan-2-on (Ethylencarbonat), Dimethylencarbonat, Benzol,
Toluol, Benzylalkohol, p-Xylol, Naphthalen, Tetrahydrofuran, N-Methylpyrrolidon,
Dimethylformamide, Chloroform, 1,2-Dichloromethan, Morpholin, Dimethylsulfoxid,
Hexafluoroactonsesquihydrat (HFAS), Anisol und Mischungen derselben.
Unter diesen Lösungsmitteln
ist ein bevorzugtes Lösungsmittel
1,4-Dioxan. Eine homogene Lösung
des Polymers in dem Lösungsmittel
wird unter Verwendung von Standardmethoden hergestellt.
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Die
anwendbare Polymerkonzentration oder die Menge an Lösungsmittel,
die verwendet werden kann, wird mit jedem System variieren. Im allgemeinen
kann die Menge an Polymer in der Lösung von 0,5 Gew.-% bis 90
Gew.-% und bevorzugt von 0,5 Gew.-% bis 30 Gew.- % variieren, abhängig von Faktoren wie der Löslichkeit
des Polymers in einem gegebenen Lösungsmittel und den im Schaum
gewünschten
Endeigenschaften.
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In
einer Ausführungsform
können
Feststoffe zu dem Polymer-Lösungsmittelsystem
zugegeben werden, um die Zusammensetzung der resultierenden Schaumoberflächen zu
modifizieren. Wenn die zugefügten
Teilchen sich aus der Lösung
an der Bodenoberfläche
absetzen, werden Bereiche erzeugt, die die Zusammensetzung der zugefügten Feststoffe,
nicht des geschäumten
polymeren Materials aufweisen werden. Alternativ können die
zugefügten Feststoffe
in gewünschten
Bereichen stärker
konzentriert sein (d.h. nahe der Oberseite, der Seiten oder des
Bodens) des resultierenden Gewebeimplantats, wodurch kompositionelle Änderungen
in all solchen Bereichen verursacht werden. Beispielsweise kann die
Konzentration an Feststoffen in ausgewählten Orten erreicht werden
durch Zugabe von metallischen Feststoffen zu einer Lösung angeordnet
in einer Form hergestellt aus einem magnetischen Material (oder
umgekehrt).
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Eine
Vielzahl von Feststoffarten kann zu dem Polymer-Lösungsmittel-System
zugegeben werden. Bevorzugt sind die Feststoffe von einem Typ, der nicht
mit dem Polymer oder dem Lösungsmittel
reagieren wird. Im allgemeinen weisen die zugefügten Feststoffe einen durchschnittlichen
Durchmesser von weniger als 1,0 mm und bevorzugt einen durchschnittlichen
Durchmesser von 50 bis 500 Mikrometer auf. Bevorzugt sind die Feststoffe
in einer Menge vorhanden, so daß sie
1 bis 50 Volumenprozent des gesamten Volumens der Teilchen und der
Polymer-Lösungsmittel-Mischung
ausmachen (wobei der Gesamtvolumenprozentanteil gleich 100 Volumenprozent
ist).
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Beispielhafte
Feststoffe schließen
ein, sind jedoch nicht begrenzt auf Teilchen von demineralisiertem
Knochen, Calciumphosphatteilchen, Bioglasteilchen, Calciumsulfat
oder Calciumcarbonatteilchen zur Knochenreparatur, bleichbare Feststoffe
zur Porenerzeugung und Teilchen von bioabsorbierbaren Polymeren,
die in dem Lösungsmittelsystem
nicht löslich
sind, die effektiv sind als Verstärkungsmaterialien, oder um
Poren zu erzeugen, wenn sie absorbiert werden, und nicht – bioabsorbierbare
Materialien.
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Geeignete
bleichbare Feststoffe schließen nicht
toxische bleichbare Materialien ein, wie Salze (z.B. Natriumchlorid,
Kaliumchlorid, Calciumchlorid, Natriumtartrat, Natriumcitrat, und
dergleichen), biokompatible Mono- und Disaccharide (z.B. Glucose, Fructose,
Dextrose, Maltose, Lactose und Sucrose), Polysaccharide (z.B. Stärke, Alginat,
Chitosan), wasserlösliche
Proteine (z.B. Gelatine und Agarose). Die bleichbaren Materialien
können
durch Eintauchen des Schaums mit dem bleichbaren Material in ein
Lösungsmittel
entfernt werden, in welchem die Teilchen für eine ausreichende Zeitdauer
löslich
sind, um ein Ausbleichen von im Wesentlichen allen Teilchen zu erlauben,
welches jedoch nicht den Schaum löst oder in schädlicher
Weise verändert.
Das bevorzugte Extraktionslösungsmittel
ist Wasser, am bevorzugtesten destilliertes-deionisiertes Wasser.
Ein solches Verfahren wird in der
US
5,514,378 beschrieben. Bevorzugt wird der Schaum, nachdem
das Bleichverfahren vollständig
ist, bei geringer Temperatur und/oder Vakuum getrocknet, um eine
Hydrolyse des Schaums zu minimieren, sofern nicht eine beschleunigte
Absorption des Schaums gewünscht
ist.
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Geeignete
nicht-bioabsorbierbare Materialien schließen biokompatible Metalle ein,
wie rostfreien Stahl, Kobaltchrom, Titan und Titanlegierungen, und
bioinerte keramische Teilchen (z.B. Aluminiumoxid-, Zirconiumoxid-
und Calciumsulfatteilchen). Ferner können die nicht-bioabsorbierbaren
Materialien Polymere einschließen,
wie Polyethylen, Polyvinylacetat, Polymethylmethacrylat, Polypropylen,
Poly(ethylenterephthalat), Silikon, Polyethylenoxid, Polyethylenglycol,
Polyurethane, Polyvinylalkohol, natürliche Polymere (z.B. Zelluloseteilchen,
Chitin und Ceratin) und fluorierte Polymere und Copolymere (z.B.
Polyvinylidenfluorid, Polytetrafluorethylen und Hexafluorpropylen).
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Es
ist ebenfalls möglich,
Feststoffe (z.B. Bariumsulfat) zuzufügen, die die Gewebeimplantate strahlenundurchlässig machen
werden. Die Feststoffe, die zugefügt werden können, schließen ebenfalls solche
ein, die eine Geweberegeneration oder einen erneuten Gewebewuchs
fördern,
ebenso wie solche, die als Puffer, Verstärkungsmaterialien oder Porositätsmodifizierer
wirken.
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Wie
oben erwähnt,
sind die porösen,
verstärkten
Gewebereparaturimplantatvorrichtungen der vorliegenden Erfindung
hergestellt durch Injektion, Gießen oder anderweitiges Anordnen
der geeigneten Polymerlösung
in einem Formenaufbau umfaßt
von einer Form und den Verstärkungselementen der
vorliegenden Erfindung. Der Formaufbau wird in einem geeigneten
Bad oder in einem Kühlschrankregal
gekühlt
und dann lyophilisiert, wodurch ein verstärktes Stützgerüst bereitgestellt wird. Eine
biologische Komponente kann entweder vor oder nach dem Lyophilisierungsschritt
zugegeben werden. Im Verlauf des Bildens der Schaumkomponente wird
angenommen, daß es
wichtig ist, die Geschwindigkeit des Einfrierens des Polymer-Lösungsmittel-Systems
zu steuern. Die Art der Porenmorphologie, die während des Gefrierschritts entwickelt
wird, ist eine Funktion von Faktoren, wie den Lösungsthermodynamiken, Gefriergeschwindigkeit,
Temperatur, auf die abgekühlt
wird, Konzentration der Lösung,
und ob homogene oder heterogene Kernbildung stattfindet. Ein Fachmann
auf dem Gebiet kann leicht die Parameter ohne übermäßige Experimentation optimieren.
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Die
erforderlichen allgemeinen Verarbeitungsschritte schließen die
Auswahl der geeigneten Materialien ein, aus denen der polymere Schaum
und die Verstärkungskomponenten
hergestellt werden. Wenn ein Netzverstärkungsmaterial verwendet wird, muß die geeignete
Netzdichte ausgewählt
werden. Ferner muß das
Verstärkungsmaterial
richtig in der Form ausgerichtet werden, die Polymerlösung muß mit einer
geeigneten Geschwindigkeit zugegeben werden, und bevorzugt in einer
Form, die in einem geeigneten Winkel geneigt ist, um die Bildung
von Luftblasen zu vermeiden, und die Polymerlösung muß lyophilisiert werden.
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In
Ausführungsformen,
die ein Netzverstärkungsmaterial
einsetzen, muß das
Verstärkungsnetz von
einer bestimmten Dichte sein. D.h. die Öffnungen in dem Netzmaterial
müssen
ausreichend klein sein, um das Konstrukt nahtfähig oder anderweitig befestigbar
zu machen, jedoch nicht zu klein, um eine geeignete Bindung zwischen
dem Schaum und dem Verstärkungsnetz
zu beeinträchtigen,
wenn das Schaummaterial und die offenen Zellen und Zellwände desselben
in die Netzöffnungen
eindringen. Ohne geeignete Bindung wird die Integrität der geschichteten
Struktur beeinträchtigt,
was das Konstrukt zerbrechlich und schwierig handhabbar beläßt. Da die Dichte
des Netzes die mechanische Festigkeit des Konstrukts bestimmt, kann
die Dichte des Netzes gemäß der gewünschten
Verwendung zur Gewebereparatur variiert werden. Zusätzlich kann
die Art der Webung, die in dem Netz verwendet wird, die Direktionalität der mechanischen
Festigkeit des Konstrukts bestimmen, und ebenso die mechanischen Eigenschaften
des Verstärkungsmaterials,
wie beispielsweise die Elastizität,
Steifigkeit, Berstfestigkeit, Nahtretentionsfestigkeit und schließliche Zugfestigkeit
des Konstrukts. Mittels nicht-begrenzender Beispiele kann das Netzverstärkungsmaterial
in einem biokompatiblem Stützgerüst auf Schaumbasis
der vorliegenden Erfindung so ausgelegt sein, um in einer Richtung
steif zu sein, jedoch elastisch in einer anderen, oder alternativ
kann das Netzverstärkungsmaterial
isotrop sein.
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Während der
Lyophilisierung des verstärkten Schaums
sind mehrere Parameter und Vorgehensweisen wichtig, um Implantate
mit der gewünschten Integrität und den
mechanischen Eigenschaften herzustellen. Bevorzugt ist das Verstärkungsmaterial
im wesentlichen flach, wenn es in der Form angeordnet wird. Um den
geeigneten Flachheitsgrad zu gewährleisten,
wird die Verstärkung
(z.B. Netz) flachgedrückt
unter Verwendung einer erwärmten
Presse vor ihrer Anordnung innerhalb der Form. Im Falle, daß ferner
Verstärkungsstrukturen
nicht isotrop sind, ist es wünschenswert,
diese Anisotropie durch Markierung des Konstrukts, um Direktionalität anzuzeigen,
zu bezeichnen. Dies kann erreicht werden durch Einbettung eines
oder mehrerer Indikatoren, wie gefärbter Markierungen oder gefärbte Fäden, innerhalb der
Webverstärkungen.
Die Richtung oder Orientierung des Indikators wird einem Chirurg
die Abmessung des Implantats anzeigen, wo physikalische Eigenschaften
verbessert sind.
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Wie
oben erwähnt,
hilft die Art und Weise, auf die die Polymerlösung zu der Form vor der Lyophilisierung
zugegeben wird, bei der Erzeugung eines Gewebeimplantats mit adäquater mechanischer Integrität. Unter
der Annahme, daß ein
Netzverstärkungsmaterial
verwendet wird, und daß es
zwischen zwei dünnen
Distanzplättchen
(z.B. 0,75 mm) positioniert wird, sollte es in einer im wesentlichen
flachen Orientierung in einer gewünschten Tiefe in der Form positioniert
werden. Die Polymerlösung
wird in einer Weise gegossen, die ermöglicht, daß Luftblasen zwischen den Schichten
der Schaumkomponente entweichen. Bevorzugt wird die Form in einem
gewünschten
Winkel geneigt und das Gießen
mit einer gesteuerten Geschwindigkeit bewirkt, um eine Blasenbildung
am besten zu verhindern. Ein Fachmann auf dem Gebiet wird erkennen,
daß eine
Vielzahl von Variablen den Neigungswinkel und die Gießgeschwindigkeit
steuern wird. Im allgemeinen sollte die Form in einem Winkel von
größer als
etwa 1° geneigt sein,
um eine Blasenbildung zu vermeiden. Zusätzlich sollte die Geschwindigkeit
des Gießens
langsam genug sein, um es jeglichen Luftblasen zu ermöglichen,
aus der Form zu entweichen, als daß sie in der Form eingeschlossen
werden.
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Wenn
ein Netzmaterial als die Verstärkungskomponente
verwendet wird, ist die Dichte der Netzöffnungen ein wichtiger Faktor
bei der Bildung eines resultierenden Gewebeimplantats mit den gewünschten
mechanischen Eigenschaften. Eine geringe Dichte, oder ein offenes
gestricktes Netzmaterial, ist bevorzugt. Ein bevorzugtes Material
ist ein 90:10 Copolymer aus Glycolid und Lactid, verkauft unter der
Marke VICRYL (Ethicon, Inc., Somerville, NJ).
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Ein
beispielhaftes offenes gestricktes Netz mit geringer Dichte ist
gestricktes VICRYL VKM-M, erhältlich
von Ethicon, Inc., Somerville, NJ. Andere bevorzugte Materialien
sind Polydioxanon oder 95:5 Copolymer aus Lactid und Glycolid.
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Die
Dichte oder „Offenheit" eines Netzmaterials
kann unter Verwendung einer Digitalfotokamera in Verbindung mit
einem Computer eingestuft werden. In einer Einstufung wurde die
Dichte des Netzes unter Verwendung eines Nikon SMZ-U-Zoom mit einer
Sony-Digitalfotokamera DKC-5000 in Verbindung mit einem IBM 300PL
Computer bestimmt. Digitale Bilder von Schnitten jedes Netzes vergrößert um
das zwanzigfache wurden unter Verwendung von Image-Pro Plus 4.0
Software bearbeit, um die Netzdichte zu bestimmen. Sobald ein Digitalbild
durch die Software eingefangen wurde, wurde das Bild grenzbearbeitet,
so daß der
Bereich, der für
die leeren Räume
in dem Netz zählt,
von der Gesamtfläche
des Bildes abgezogen werden konnte. Die Netzdichte wurde als der
Prozentanteil des verbleibenden Digitalbildes genommen. Implantate
mit den wünschenswertesten
mechanischen Eigenschaften wurden als solche gefunden mit einer
Netzdichte in dem Bereich von 12 bis 80% und bevorzugter 45 bis
80%.
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In
einer Ausführungsform
ist das bevorzugte Stützgerüst zur Knorpelreparatur
ein mit einem Netz verstärkter
Schaum. Bevorzugter ist der Schaum mit einem Netz verstärkt, das
Polydioxanon (PDO) einschließt,
und die Schaumzusammensetzung ist ein Copolymer aus 35:65 β-Caprolacton
und Glycolid. Für
Gelenkknorpel ist die bevorzugte Struktur, um Zell- und Gewebeeinwuchs
zu erlauben, eine, die eine offene Porenstruktur aufweist und von
einer Größe ist,
um ausreichend eine Zellmigration zu erlauben. Eine geeignete Porengröße ist eine,
bei der ein durchschnittlicher Durchmesser in dem Bereich von 50
bis 1000 μm
und bevorzugter zwischen 50 bis 500 μm liegt. Die Netzschicht weist
eine Dicke im Bereich von 1 μm
bis 1000 μm
auf. Bevorzugt weist der Schaum eine Dicke im Bereich von 300 μm bis 2 mm und
bevorzugter zwischen 500 μm
und 1,5 mm auf. Bevorzugt weist die Netzschicht eine Netzdichte
im Bereich von 12 bis 80% und bevorzugter 45 bis 80% auf.
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In
einer weiteren Ausführungsform
ist das bevorzugte Stützgerüst zur Knorpelreparatur
eine Vliesstruktur. Bevorzugter sind die Zusammensetzung der Vliesstruktur
PANACRYL, ein 95:5 Copolymer aus Lactid und Glycolid, VICRYL, ein
90:10 Copolymer aus Glycolid und Lactid oder eine Mischung aus Polydioxanon
und VICRYL verkauft unter der Marke ETHISORB (Johnson & Johnson International,
Belgien). Für
Gelenkknorpel ist die bevorzugte Struktur, um Zell- und Gewebeeinwuchs
zu erlauben, eine, die eine offene Porenstruktur aufweist und von einer
Größe ist,
um ausreichend eine Zellmigration zu erlauben. Eine geeignete Porengröße für das Vliesstützgerüst ist eine,
bei der ein durchschnittlicher Durchmesser im Bereich von 50 bis
1000 μm und
bevorzugter zwischen 100 und 500 μm
ist. Das Vliesstützgerüst weist
eine Dicke zwischen 300 μm und
2 mm und bevorzugter zwischen 500 μm und 1,5 mm auf.
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In
einer Ausführungsform
ist das bevorzugte Stützgerüst zur Meniskusreparatur
ein mit einem Netz verstärkter
Schaum. Bevorzugter ist der Schaum ein verstärkter Schaum mit einem Netz,
das Polydioxanon (PDO) einschließt, und die Schaumzusammensetzung
ist ein Copolymer aus 35: 65 β-Caprolacton
und Glycolid. Die bevorzugte Struktur, um Zell- und Gewebeeinwuchs
zu erlauben, ist eine, die eine offene Porenstruktur aufweist und
eine Größe aufweist,
die ausreichend eine Zellmigration erlaubt. Eine geeignete Porengröße ist eine,
bei der ein durchschnittlicher Durchmesser im Bereich von 50 bis
1000 μm
und bevorzugter zwischen 50 bis 500 μm ist. Die Netzschicht weist
eine Dicke im Bereich von 1 μm
bis 1000 μm
auf. Bevorzugt weist der Schaum eine Dicke im Bereich von 300 μm bis 2 mm und
bevorzugter zwischen 500 μm
und 1,5 mm auf. In dieser Ausführungsform
ist die bevorzugte Verwendungsmethode, das zerkleinerte Knorpelgewebe mit
diesem Stützgerüstmaterial
zu umgeben. Bevorzugt weist die Netzschicht eine Netzdichte im Bereich von
12 bis 80% und bevorzugter 45 bis 80% auf.
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In
einer Ausführungsform
ist das bevorzugte Stützgerüst für Sehnen-
oder Bandreparatur ein mit einem Netz verstärkter Schaum. Bevorzugter ist
der Schaum verstärkt
mit einem Netz, das Polydioxanon (PDO) einschließt, und die Schaumzusammensetzung
ist ein Copolymer aus 35:65 β-Caprolacton
und Glycolid. Die bevorzugte Struktur, um Zell- und Gewebeeinwuchs
zu erlauben, ist eine, die eine offene Porenstruktur aufweist und
von einer Größe ist,
um ausreichend eine Zellmigration zu erlauben. Eine geeignete Porengröße ist eine,
bei der ein durchschnittlicher Durchmesser im Bereich von 50 bis
1000 μm und
bevorzugter zwischen 50 bis 500 μm
ist. Die Netzschicht weist eine Dicke im Bereich von 1 μm bis 1000 μm auf. Bevorzugt
weist der Schaum eine Dicke im Bereich von 300 μm bis 2 mm und bevorzugter zwischen
500 μm und
1,5 mm auf. Bevorzugt weist die Netzschicht eine Netzdichte im Bereich
von 12 bis 80% und bevorzugter 45 bis 80% auf.
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In
einer Ausführungsform
ist das bevorzugte Stützgerüst zur Sehnen-
oder Bandreparatur konstruiert aus einem Polymer, das ein langsames
Resorptionsprofil (z.B. wenigstens drei Monate und bevorzugt wenigstens
sechs Monate) und eine hohe mechanische Festigkeit aufweist. Bevorzugter
müssen
die Zugfestigkeit und der Elastizitätsmodul des Stützgerüsts ähnlich sein
zu denjenigen eines nativen Bandes. Die bevorzugte Zugfestigkeit
des Stützgerüsts ist
zwischen 500 N und 4000 N und bevorzugter zwischen 1000 N und 2500
N. Der bevorzugte Elastizitätsmodul
des Stützgerüsts ist
zwischen 100 N/m und 300 N/m und bevorzugter zwischen 150 N/m und
200 N/m. Die bevorzugte Struktur dieses Stützgerüsts ist ein zylindrisch geformtes
oder elliptisch geformtes Stützgerüst oder
ein Stützgerüst mit einem hohen
Längenverhältnis (d.h.
Verhältnis
von Länge zu
Breite). Bevorzugt ist das Längenverhältnis größer als
1, und bevorzugter ist es größer als
2 und kleiner als 100. Ferner weist das Stützgerüst bevorzugt einen Durchmesser
oder eine Breite im Bereich von 3 mm und 12 mm und bevorzugter zwischen
4 mm und 10 mm auf. Mittels nicht begrenzender Beispiele kann das
Stützgerüst zur Bandreparatur
ein 95:5 Copolymer aus Lactid und Glycolid einschließen. In
einer Ausführungsform
kann das Stützgerüst zur Bandreparatur
als eine Verbundstruktur einschließend ein 95:5 Copolymer aus
Lactid und Glycolid und andere Polymere, wie beispielsweise Polylactid,
Polyglycolid, Polydioxanon, Polycaprolacton und Kombinationen derselben,
einschließen.
Das Stützgerüst kann
aus einem gewebten, gestrickten und geflochtenen Material gebildet
sein. Optional können
die Polymere, aus denen das Stützgerüst hergestellt
wird, als eine textile Vliesstruktur gebildet sein, wie beispielsweise
einer Web- oder einer Netzstruktur, oder alternativ können diese
Polymere als ein Schaum gebildet sein. In einer weiteren Ausführungsform
kann die Verbundstruktur natürliche
Polymere, wie beispielsweise Collagen, Fibrin oder Seide, einschließen. In
dieser Ausführungsform
kann das natürliche Polymer
wirken als eine Beschichtung für
die Verbundstruktur, oder alternativ kann natürliches Polymer als ein Schaum
gebildet sein. Die Verbundstruktur kann ebenfalls optional Streifen
aus Collagen oder Seide einschließen, um innerhalb des gesamten Stützgerüsts zu verbleiben
oder gerade an der Peripherie des Stützgerüsts.
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In
einer Ausführungsform
ist das Stützgerüst, das
zur Band- oder Sehnenreparatur geeignet ist, gebildet aus einer
Vielzahl von Filamenten, wobei eine Mehrzahl der Fasern in der Längsrichtung
ausgerichtet sind.
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Ein
Fachmann auf dem Gebiet wird erkennen, daß die Auswahl eines geeigneten
Materials zum Bilden des biokompatiblen Stützgerüsts der vorliegenden Erfindung
abhängt
von mehreren Faktoren. Diese Faktoren schließen mechanische in vivo-Leistung;
Zellreaktion auf das Material in Bezug auf Zellanfügung, Poliferation,
Migration und Differenzierung; Biokompatibilität; und optional Bioabsorptions-(oder
bioabbau)-Kinetiken ein. Andere relevante Faktoren schließen die
chemische Zusammensetzung, die räumliche
Verteilung der Bestandteile, das Molekulargewicht des Polymers und
den Kristallinitätsgrad
ein.
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Zusätzlich zum
biokompatiblen Stützgerüst schließen die
Gewebereparaturimplantate der vorliegenden Erfindung ferner wenigstens
eine Probe eines lebensfähigen
Gewebes ein, das mit wenigstens einem Bereich des Stützgerüsts assoziiert
ist. Der Begriff „lebensfähig", wenn er hierin
verwendet wird, bezieht sich auf eine Gewebeprobe mit einer oder mehreren
lebensfähigen
Zellen. Das verwendete Gewebe ist Bandgewebe oder Sehnengewebe.
Das verwendete Gewebe, um das Gewebeimplantat zu konstruieren, kann
autogenes Gewebe, allogenes Gewebe oder xenogenes Gewebe sein.
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Das
Gewebe kann erhalten werden unter Verwendung irgendeiner einer Vielzahl
von herkömmlichen
Methoden, wie beispielsweise durch Biopsie oder anderes chirurgisches
Entfernen. Bevorzugt wird die Gewebeprobe unter aseptischen Bedingungen
erhalten. Sobald eine Probe von lebendem Gewebe erhalten ist, kann
die Probe dann unter sterilen Bedingungen verarbeitet werden, um
eine Suspension mit wenigstens einem zerkleinerten oder fein verteilten
Gewebeteilchen zu erzeugen. Die Teilchengröße jedes Gewebefragments kann
variieren, beispielsweise kann die Gewebegröße im Bereich von 0,1 und 3
mm3, im Bereich von 0,5 und 1 mm3, im Bereich von 1 bis 2 mm3 oder
im Bereich von 2 bis 3 mm3 sein, jedoch
ist bevorzugt das Gewebeteilchen kleiner als 1 mm3.
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Das
zerkleinerte Gewebe weist wenigstens eine lebensfähige Zelle
auf, die aus dem Gewebefragment auf das Stützgerüst migrieren kann. Bevorzugter
enthält
das Gewebe eine effektive Menge an Zellen, die aus dem Gewebefragment
migrieren können
und eine Populationsbildung des Stützgerüsts beginnen können. In
einer optionalen Ausführungsform
können
die zerkleinerten Gewebefragmente mit einem Matrix-abbauenden Enzym
kontaktiert werden, um eine Zellmigration aus der extrazellulären Matrix,
die die Zellen umgibt, zu verbessern. Die Enzyme werden verwendet,
um die Geschwindigkeit der Zellenmigration aus der extrazellulären Matrix und
in das Stützgerüstmaterial
zu erhöhen.
Geeignete Matrix-abbauende Enzyme, die in der vorliegenden Erfindung
verwendet werden können,
schließen ein,
sind jedoch nicht begrenzt auf Collagenase, Chondroitinase, Trypsin,
Elastase, Hyaluronidase, Petidase, Thermolysin und Protease.
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In
einer Ausführungsform
können
die zerkleinerten Gewebeteilchen als eine Suspension gebildet werden,
in welcher die Gewebeteilchen mit einer physiologischen Pufferlösung assoziiert
sind. Geeignete physiologische Pufferlösungen schließen ein,
sind jedoch nicht begrenzt auf Salzlösung, Phosphatpufferlösung, ausgeglichene
Hank-Salze, Tris-gepufferte Salzlösung, Hepes-gepufferte Salzlösung und
Kombinationen derselben. Zusätzlich
kann das Gewebe in irgendeinem Standardzellkulturmedium, das Fachleuten
auf dem Gebiet bekannt ist, zerkleinert werden, entweder in der
Gegenwart oder Abwesenheit eines Serums. Vor der Abscheidung der
Suspension von zerkleinertem Gewebe auf dem Stützgerüst oder an der Stelle der Gewebeverletzung
kann die zerkleinerte Gewebesuspension filtriert und konzentriert werden,
so daß lediglich
eine kleine Menge an physiologischer Pufferlösung in der Suspension verbleibt, um
die Gewebeteilchen von einem Austrocknen abzuhalten, und die zerkleinerten
Gewebeteilchen können
direkt auf das Stützgerüst oder
die Verletzungsstelle aufgetragen werden. Bevorzugt werden die zerkleinerten
Gewebeteilchen in einer Konzentration in einem Bereich von 1 bis
100 mg/cm2 und bevorzugter im Bereich von
1 bis 20 mg/cm2 beladen.
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Die
Suspension an zerkleinertem, lebendem Gewebe kann verwendet werden,
um ein Gewebereparaturimplantat gemäß der vorliegenden Erfindung durch
Abscheiden der Suspension von lebendem Gewebe auf einem biokompatiblen
Stützgerüst zu erzeugen,
so daß das
Gewebe und das Stützgerüst assoziiert
werden. Bevorzugt wird das Gewebe mit wenigstens einem Bereich des
Stützgerüsts assoziiert. Das
Gewebereparaturimplantat kann in einem Subjekt sofort implantiert
werden, oder alternativ kann das Konstrukt unter sterilen Bedingungen
für eine Dauer
und unter Bedingungen inkubiert werden, die effektiv sind, um die
Lebensfähigkeit
der Gewebeprobe zu bewahren. In Ausführungsformen, wo das Konstrukt
inkubiert wird, können
die Inkubationsbedingungen variieren, jedoch wird bevorzugt das
Konstrukt für
eine Dauer im Bereich von 1 Stunde bis 6 Wochen und bevorzugter
zwischen 1 Woche und 6 Wochen inkubiert, bei einer Temperatur im
Bereich von 20 bis 40°C,
und in einer Atmosphäre
enthaltend zwischen 5 und 10% Kohlendioxid (CO2)
und hoher Feuchtigkeit, z.B. etwa 100% Feuchtigkeit.
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Ein
Kit kann verwendet werden, um bei der Herstellung der Gewebereparaturimplantate
der vorliegenden Erfindung zu helfen. Gemäß der vorliegenden Erfindung
schließt
der Kit einen sterilen Behälter ein,
der ein oder mehrere biokompatible Stützgerüste aufnimmt, ein Erntewerkzeug
zum Sammeln der lebenden Gewebeprobe von einem Subjekt und ein oder
mehrere Reagenzien zum Bewahren der Lebensfähigkeit der Gewebeprobe. Geeignete
Reagenzien zum Bewahren der Lebensfähigkeit der Gewebeprobe schließen eine
physiologische Lösung
ein, wie beispielsweise Salzlösung,
phosphatgepufferte Lösung,
ausgeglichene Hank-Salze, Standardzellkulturmedium, Dulbecco's modifiziertes Eaglemedium, Ascorbinsäure, HEPES;
nichtessentielle Aminosäuren,
L-Prolin, Fötalrinderserum,
autologes Serum und Kombinationen derselben. Der Kit kann ebenfalls ein
Verarbeitungswerkzeug zum Teilen des Gewebes in zerkleinerte Gewebeteilchen
einschließen,
oder alternativ kann das Erntewerkzeug angepaßt sein, um die Gewebeprobe
zu sammeln und die Probe in fein verteilte Gewebeteilchen zu verarbeiten.
Das Kit kann optional ebenfalls eine Liefervorrichtung zum Überführen des
Stützgerüsts aus
dem sterilen Behälter
zu einem Subjekt zur Implantation einschließen.
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Eine
biologische Komponente kann optional innerhalb der Gewebereparaturimplantate
der vorliegenden Erfindung integriert sein. Bevorzugt ist die biologische
Komponente innerhalb der oben beschriebenen Stützgerüste integriert oder darauf
beschichtet. In Ausführungsformen,
wo die biologische Komponente auf dem Stützgerüst beschichtet ist, ist die biologische
Komponente bevorzugt mit wenigstens einem Bereich des Stützgerüsts assoziiert.
Mittels nicht begrenzender Beispiele kann das biokompatible Stützgerüst ein Haftmittel
zum Verankern der Suspension von zerkleinerten Gewebefragmenten
an dem Stützgerüst einschließen. Bevorzugt
ist das Haftmittel ein Verankerungsagens, ein Vernetzungsmittel
(d.h. chemisch oder physikalisch) und Kombinationen derselben.
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Geeignete
Verankerungsmittel schließen ein,
sind jedoch nicht begrenzt auf Hyaluronsäure, Fibrinkleber, Fibringerinnsel,
Collagengel, Alginatgel, Gelatine-Resorzin-Formalin-Haftmittel, Haftmittel
auf Muschel-Basis, Haftstoff auf Basis von Dihydroxyphenylalanin
(DOPA), Chitosan, Transglutaminase, Klebstoff auf Basis von Poly(aminsäure), Klebstoff auf
Basis von Cellulose, Klebstoff auf Basis von Polysaccharid, Klebstoffe
auf Basis von synthetischem Acrylat, blutplättchenreiches Plasma (PRP),
blutplättchenarmes
Plasma (PPP), Klümpchen
von PRP, Klümpchen
von PPP, Matrigel, Monosteaorylglycerol-co-succinat (MGSA), Monostearoylglycerol-co-succinat/Polyethylenglycol-Copolymere (MGSA/PEG),
Laminin, Elastin, Proteoglycane und Kombinationen derselben.
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Geeignete
Vernetzungsmittel schließen
beispielsweise Divinylsulfon (DVS), Polyethylenglycoldivinylsulfon
(VS-PEG-VS), Hydroxyethylmethacrylatdivinylsulfon (HEMA-DIS-HEMA),
Formaldehyd, Glutaraldehyd, Aldehyde, Isocyanate, Alkyl- und Arylhalogenide,
Imidoester, N-substituierte Maleimide, acylierende Verbindungen,
Carbodiimide, Hydroxychlorid, N-Hydroxysuccinimid, Licht (z.B. blaues Licht
und UV-Licht) pH,
Temperatur und Kombinationen derselben ein.
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Die
biologischen Komponenten, die in der vorliegenden Erfindung verwendet
werden, können ebenfalls
ausgewählt
werden aus einer Vielzahl von Effektoren, die, wenn sie an der Verletzungsstelle vorhanden
sind, eine Heilung und/oder Regeneration des beeinträchtigten
Gewebes fördern.
Zusätzlich dazu,
daß sie
Verbindungen oder Mittel sind, die tatsächlich eine Heilung fördern oder
beschleunigen, können
die Effektoren ebenfalls Verbindungen oder Mittel einschließen, die
Infektionen verhindern (z.B. antimikrobielle Agentien oder Antibiotika),
Verbindungen oder Mittel, die eine Entzündung reduzieren (z.B. entzündungshemmende
Mittel), Verbindungen, die eine Haftformation verhindern oder minimieren,
wie oxidierte regenerierte Cellulose (z.B. INTERCEED und Surgicel®,
erhältlich
von Ethicon, Inc.), Hyaluronsäure
und Verbindungen oder Mittel, die das Immunsystem unterdrücken (z.B.
Immunsupressiva).
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Beispielhaft
können
andere Arten von Effektoren, die innerhalb des Implantats der vorliegenden Erfindung
vorhanden sind, heterologe oder autologe Wachstumsfaktoren, Proteine
(einschließend
Matrixproteine), Peptide, Antikörper,
Enzyme, Blutplättchen,
Glycoproteine, Hormone, Zytokine, Glycosaminoglycane, Nukleinsäuren, Anagetika,
Viren, Virusteilchen und Zellarten einschließen. Es wird verstanden, daß ein oder
mehrere Effektoren der gleichen oder unterschiedlichen Funktionalität innerhalb
des Implantats integriert werden können.
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Beispiele
geeigneter Effektoren schließen die
Mehrzahl heterologer oder autologer Wachstumsfaktoren ein, die bekannt
sind, um die Heilung und/oder Regeneration von verletztem oder beschädigtem Gewebe
zu fördern.
Diese Wachstumsfaktoren können
direkt in das biokompatible Stützgerüst integriert
werden, oder alternativ kann das biokompatible Stützgerüst eine
Quelle von Wachstumsfaktoren, wie beispielsweise Blutplättchen,
einschließen. Beispielhafte
Wachstumsfaktoren schließen
ein, sind jedoch nicht begrenzt auf TGF-β, knochenmorphogenes Protein,
Knorpel-abgeleitetes morphogenes Protein, Fibroblastwachstumsfaktor,
Blutplättchen
abgeleiteter Wachstumsfaktor, Vasukularendothelialzell-abgeleiteter
Wachstumsfaktor (VEGF), Epidermalwachs tumsfaktor, insulinartiger
Wachstumsfaktor, Hepatozytwachstumsfaktor und Fragmente derselben.
Geeignete Effektoren schließen
gleichermaßen
die Agonisten und Antagonisten der oben erwähnten Mittel ein. Der Wachstumsfaktor
kann ebenfalls Kombinationen der oben aufgeführten Wachstumsfaktoren einschließen. Zusätzlich kann
der Wachstumsfaktor autologer Wachstumsfaktor sein, der durch Blutplättchen im
Blut versorgt wird. In diesem Falle wird der Wachstumsfaktor aus
Blutplättchen
ein undefinierter Cocktail aus verschiedenen Wachstumsfaktoren sein.
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Die
Proteine, die innerhalb des Implantats vorhanden sind, schließen Proteine
ein, die aus einer Zelle oder einer anderen biologischen Quelle
sekretiert werden, wie beispielsweise ein Blutplättchen, welches innerhalb des
Implantats aufgenommen wird, wie solche die innerhalb des Implantats
in einer isolierten Form vorhanden sind. Die isolierte Form eines
Proteins ist typischerweise eine, die 55% oder mehr rein ist, d.h.
aus anderen zellulären
Proteinen, Molekülen,
Debris, etc. isoliert ist. Bevorzugter ist das isolierte Protein
eines, das wenigstens 65% rein ist und am bevorzugtesten eines,
das wenigstens 75 bis 95% rein ist. Ungeachtet des Obigen, wird
ein Fachmann auf dem Gebiet erkennen, daß Proteine mit einer Reinheit
von unter 45% noch als innerhalb des Umfangs dieser Erfindung liegend
betrachtet werden. Wenn hierin verwendet, umfaßt der Begriff „Protein" Glycoproteine, Lipoproteine,
Proteoglycane, Peptide und Fragmente derselben. Beispiele von Proteinen,
die als Effektoren geeignet sind, schließen ein, sind jedoch nicht
begrenzt auf Pleiotrophin, Endothelin, Tenascin, Fibronetcin, Fibrinogen,
Vitronectin, V-CAM, I-CAM, N-CAM, Selektin, Cadherin, Integrin,
Laminin, Actin, Myosin, Collagen, Microfilament, Zwischenfilament,
Antikörper,
Elastin, Fibrillin und Fragmente derselben.
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Glycosaminoglycane,
hochgeladene Polysaccharide, die eine Rolle in der zellulären Haftung spielen,
können
ebenfalls als Effektoren gemäß der vorliegenden
Erfindung dienen. Beispielhafte Glycosaminoglycane, die als Effektoren
geeignet sind, schließen
ein, sind jedoch nicht begrenzt auf Heparansulfat, Heparin, Chondroitinsulfat,
Dermatansulfat, Keratansulfat, Hyaluronan (ehemals bekann als Hyaluronsäure) und
Kombinationen derselben.
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Die
biokompatiblen Stützgerüste der
vorliegenden Erfindung können
ebenfalls darin integriert Zellen aufweisen. Geeignete Zellarten,
die als Effektoren gemäß dieser
Erfindung dienen können,
schließen
ein, sind jedoch nicht begrenzt auf Osteozyten, Osteoblasten, Osteoclasten,
Fibroblasten, Stammzellen, pluripotente Zellen, Chondrozytprogenitoren, Chondrozyten,
Endothelialzellen, Macrophagen, Leukozyten, Adipozyten, Monozyten,
Plasmazellen, Mastzellen, Nabelschnurzellen, Stromalzellen, Mesenchymalstammzellen,
Epithelialzellen, Myoblasten, Tenozyten, Bandfibroblasten, Neuronen
und Knochenmarkszellen. Zellen weisen typischerweise an ihrer Oberfläche Rezeptormoleküle auf,
die auf einen erkannten Liganden ansprechend sind (z.B. einen Stimulator).
Ein Stimulator ist ein Ligand, welcher, wenn er in Kontakt mit seinem
Erkennungsrezeptor ist, die Zelle, die den Rezeptor besitzt, induziert,
um eine spezifische biologische Aktion zu erzeugen. Beispielsweise
in Reaktion auf einen Stimulator (oder Liganden) kann eine Zelle
beträchtliche
Gehalte an Sekundärmessengern,
wie Ca+2, erzeugen, welche dann anschließend Effekte
auf zelluläre
Verfahren haben, wie die Phosphorylierung von Proteinen, wie (bei
unserem Beispiel bleibend) Proteinkinase C. In einigen Fällen, sobald
eine Zelle mit dem geeigneten Stimulator stimuliert ist, sekretiert
die Zelle einen zellulären
Messenger gewöhnlicher
Weise in der Form eines Proteins (einschließend Glycoproteine, Proteoglycane
und Lipoproteine). Dieser zelluläre
Messenger kann ein Antikörper
(z.B. sekretiert aus Plasmazellen), ein Hormon (z.B. ein Paracrin-,
Autocrin- oder Exocrinhormon), ein Zytokin, oder natürliche oder
synthetische Fragmente derselben sein.
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Die
Gewebeimplantate der Erfindung können
ebenfalls verwendet werden in Gentherapiemethoden, in welchen Nukleinsäuren, Viren
oder Virusteilchen ein Gen von Interesse liefern, welches wenigstens
ein Genprodukt von Interesse kodiert, zu spezifischen Zellen oder
Zellarten. Demzufolge kann der biologische Effektor eine Nukleinsäure (z.B. DNA,
RNA oder ein Oligonukleotid) sein, ein Virus, ein Virusteilchen
oder ein nicht-viraler Vektor. Die Viren und Virusteilchen können DNA-
oder RNA-Viren sein oder davon abgeleitet sein. Das Genprodukt von Interesse
ist bevorzugt ausgewählt
aus der Gruppe bestehen aus Proteinen, Polypeptiden, Interferenzribonukleinsäuren (iRNA)
und Kombinationen derselben.
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Sobald
die anwendbaren Nukleinsäuren und/oder
viralen Agentien (d.h. Viren oder virale Teilchen) in das biokompatible
Stützgerüst des Gewebereparaturimplantats
integriert sind, kann das Implantat dann in eine bestimmte Stelle
implantiert werden, um eine Art einer biologischen Reaktion auszulösen. Die
Nukleinsäure
oder das virale Agens kann dann durch die Zellen aufgenommen werden,
und irgendwelche Proteine, die sie kodieren, können lokal durch die Zellen
erzeugt werden. In einer Ausführungsform
kann die Nukleinsäure
oder das virale Agens durch die Zellen innerhalb des Gewebefragments
der zerkleinerten Gewebesuspension aufgenommen werden, oder in einer
alternativen Ausführungsform
kann die Nukleinsäure
oder das virale Agens durch die Zellen in dem Gewebe umgebend die
Stelle des verletzten Gewebes aufgenommen werden. Ein Fachmann auf
dem Gebiet wird erkennen, daß das
erzeugte Protein ein Protein des oben benannten Typs sein kann,
oder ein ähnliches
Protein, daß eine
vergrößerte Kapazität des Gewebes
ermöglicht,
eine Verletzung oder eine Erkrankung zu heilen, eine Infektion zu
bekämpfen
oder eine Entzündungsreaktion
zu reduzieren. Nukleinsäuren
können
ebenfalls verwendet werden, um die Exprimierung eines unerwünschten
Genprodukts zu blockieren, das negativ auf ein Gewebereparaturverfahren oder
andere normale biologische Verfahren Einfluß haben kann. DNA, RNA und
virale Agentien werden häufig
verwendet, um eine solche Exprimierungsblockfunktion zu erreichen,
welche ebenfalls als ein Genexprimierungs-Knock-Out bekannt ist.
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Ein
Fachmann auf dem Gebiet wird erkennen, daß die Identität der biologischen
Komponente durch einen Chirurg bestimmt werden kann, basierend auf
Prinzipien der medizinischen Wissenschaft und der anwendbaren Behandlungsmöglichkeiten.
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Die
biologische Komponente oder der Effektor des Gewebereparaturimplantats
kann innerhalb des Stützgerüsts vor
oder nach der Herstellung des Stützgerüsts oder
vor oder nach der chirurgischen Anordnung des Implantats integriert
werden.
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Vor
der chirurgischen Anordnung kann das biokompatible Stützgerüst in einem
geeigneten Behälter
umfassend die biologische Komponente angeordnet sein. Nach einer
geeigneten Zeit und unter geeigneten Bedingungen wird das Stützgerüst mit der biologischen
Komponente imprägniert.
Alternativ kann die biologische Komponente innerhalb des Stützgerüsts beispielsweise
durch Verwendung einer Spritze mit geeigneter Nadel integriert werden,
um das bzw. die biologischen Mittel in das Stützgerüst zu injizieren. Andere Verfahren,
die Fachleuten auf dem Gebiet gut bekannt sind, können angewendet
werden, um ein Stützgerüst mit einer
geeigneten biologischen Komponente zu beladen, wie Mischen, Pressen,
Verteilen, Zentrifugieren und Anordnen der biologischen Komponente
in dem Stützgerüst. Alternativ kann
die biologische Komponente mit einem gelartigen Träger vor
der Injektion in das Stützgerüst vermischt
werden. Der gelartige Träger
kann ein biologisches oder synthetisches Hydrogel sein, einschließend ein
Alginat, ein vernetztes Alginat, Hyaluronsäure, Collagengel, Poly(N-Isopropylacrylamid),
Poly(oxyalkylen), ein Copolymer aus Poly(ethylenoxid)-poly(propylenoxid),
Poly(vinylalkohol) und Mischungen derselben.
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Folgend
einer chirurgischen Anordnung kann ein Implantat, wobei dem biokompatiblen
Stützgerüst jegliche
biologische Komponente fehlt, mit biologischen Mittel(n) infundiert
werden, oder ein Implantat, wobei das Stützgerüst wenigstens eine biologische
Komponente einschließt,
kann mit einer Ergänzungsmenge
der biologischen Komponente vermehrt werden. Ein Verfahren zur Integration
einer biologischen Komponente innerhalb eines chirurgisch installierten
Implantats ist durch Injektion unter Verwendung einer Spritze mit
geeigneter Nadel.
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Die
Menge der biologischen Komponente, die mit einem biokompatiblen
Stützgerüst eingeschlossen
wird, wird variieren, abhängig
von einer Vielzahl von Faktoren, einschließend die Größe des Stützgerüsts, das Material, aus welchem
das Stützgerüst hergestellt
ist, die Porosität
des Stützgerüsts, die
Identität
der biologischen Komponente und den beabsichtigten Zweck des Gewebereparaturimplantats.
Ein Fachmann auf dem Gebiet kann leicht eine Menge der biologischen
Komponente bestimmen, die innerhalb eines biokompatiblen Stützgerüsts für eine gegebene
Anwendung einzuschließen
ist, um die Heilung des Gewebes zu erleichtern und/oder zu beschleunigen.
Die Menge an biologischer Komponente wird selbstverständlich abhängig von
der Identität
der biologischen Komponente und der gegebenen Anwendung variieren.
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In
einer weiteren Ausführungsform
kann das Gewebereparaturimplantat ein zusätzliches Halteelement einschließen, das über dem
mit Gewebe beladenen Stützgerüst angeordnet
ist. Bevorzugt ist in dieser Ausführungsform wenigstens ein Bereich
der Gewebesuspension mit wenigstens einem Bereich der äußeren Fläche des
Stützgerüsts assoziiert,
so daß die
Gewebesuspension „sandwichartig" zwischen dem biokompatiblen
Stützgerüst und dem
Halteelement angeordnet ist. Das Halteelement kann aus praktisch
jedem biokompatiblen Material gebildet sein, und in einer Ausführungsform
kann das Halteelement unter Verwendung von Gewebetransplantaten
gebildet sein, einschließend
Transplantate erhalten aus alogenem Gewebe, autogenem Gewebe und xenogenem
Gewebe, einem zusätzlichen
biokompatiblen Stützgerüst ausgewählt aus
den oben offenbarten biokompatiblen Stützgerüsten, und Kombinationen derselben.
In einer weiteren Ausführungsform kann
das Halteelement ein poröses
Netz sein, ein poröses,
netzartiges Material, wie beispielsweise eine Strickware, eine Webware,
eine Vliesware, oder ein dünner,
perforierter, elastomerer Bogen mit Poren oder Perforationen, um
Gewebeeinwuchs zu erlauben. Die dünnen, perforierten, elastomeren
Bögen sind
bevorzugt konstruiert aus Collagen oder Seide oder Mischungen oder
Copolymeren von Polymilchsäure
(PLA), Polyglycolsäure
(PGA), Polycaprolacton (PCL) und Polydioxanon (PDO). Die Art des
verwendeten Haltelements kann variieren gemäß der gewünschten Gewebereparatur. Mittels
nicht begrenzender Beispiele kann in einer Ausführungsform zur Meniskusreparatur
das Haltelement ein mit einem Netz verstärkter Schaum sein. In Ausführungsformen
zur ACL- und Knorpelreparatur kann das Halteelement eine Netzstruktur
sein. In Ausführungsformen,
wo das Halteelement ein Allotransplantat oder ein Autotransplantat
ist, wird das Allotransplantat oder Autotransplantat bevorzugt ausgewählt aus
Periosteum, Perichondrium, Massiat'schem Streifen oder Fascia lata, Gracilis-Sehne,
Semitendinosis-Sehne,
Kniescheiben-Sehne, Synovialmembran und Kombinationen derselben.
In Ausführungsformen,
wo das Halteelement ein Xenotransplantat ist, wird das Xenotransplantat
bevorzugt ausgewählt
aus der entsprechenden anatomischen Struktur für Dünndarm, Periosteum, Perichondirum,
Massiat'schem Streifen
oder Fascia lata, Gracilis-Sehne, Semitendinosis-Sehne,
Kniescheiben-Sehne, Synovialmembran und Kombinationen derselben.
Diese Haltelemente können über dem
biokompatiblen Stützgerüst angeordnet
sein, oder alternativ kann das Halteelement befestigt sein, wie
beispielsweise durch Naht oder Klammerung, wobei das Implantat als
ein Halteelement dient. Ein Fachmann auf dem Gebiet wird erkennen,
daß eine
weitere Bearbeitung des Halteelements, wie beispielsweise die Anordnung
von Löchern
innerhalb des Halteelements, durch einen Chirurg bestimmt werden
kann, basierend auf Prinzipien der medizinischen Wissenschaft und
der anwendbaren Behandlungsmöglichkeiten.
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In
noch einer weiteren Ausführungsform kann
eine elektrostatisch gesponnene Stoffbarriere zum Implantat zugegeben
werden, um als Barriere für
Hyperplasie und Gewebeanhaftung zu wirken, wodurch die Möglichkeit
von nachchirurgischen Adhäsionen
reduziert wird. Die Stoffbarriere ist bevorzugt in der Form eines
dichten faserartigen Stoffes, der zum Implantat zugegeben wird.
Bevorzugt ist der faserartige Stoff umfaßt von Fasern mit kleinem Durchmesser,
die an der Ober- und/oder Bodenseite des biokompatiblen Stützgerüsts angeschmolzen sind.
Dies ermöglicht
die Steuerung bestimmter Oberflächeneigenschaften
der Struktur, wie Porosität,
Permeabilität,
Abbaugeschwindigkeit und mechanische Eigenschaften.
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Ein
Fachmann auf dem Gebiet wird erkennen, daß der faserartige Stoff über ein
elektrostatisches Spinnverfahren hergestellt werden kann, in welchem
eine faserartige Schicht auf lyophilisiertem Schaum und Vliesoberflächen aufgebaut
werden kann. Dieses elektrostatische Spinnverfahren kann unter Verwendung
einer Vielzahl von Fasermaterialien durchgeführt werden. Beispielhafte Fasermaterialien
schließen
aliphatische Polyester ein. Eine Vielzahl von Lösungsmitteln kann ebenfalls
verwendet werden, einschließend
solche, die oben identifiziert worden sind, welche geeignet sind,
um die Polymerlösung
herzustellen, die die Schaumkomponente bildet.
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Die
Zusammensetzung, Dicke und Porosität der faserartigen Schicht
kann gesteuert werden, um die gewünschten mechanischen und biologischen
Eigenschaften bereitzustellen. Beispielsweise kann die Bioabsorptionsgeschwindigkeit
der faserartigen Schicht ausgewählt
werden, um ein längeres
oder kürzeres
Bioabsorptionsprofil verglichen mit dem zugrundeliegenden biokompatiblen
Stützgerüst bereitzustellen.
Zusätzlich
kann die faserartige Schicht größere strukturelle
Integrität
für den
Verbund bereitstellen, so daß mechanische
Kraft auf die faserartige Seite der Struktur beaufschlagt werden
kann. In einer Ausführungsform
könnte
die faserartige Schicht die Verwendung von Nähten, Klammern oder verschiedenen
Fixierungsvorrichtungen erlauben, um den Verbund an Ort und Stelle
zu halten. Im allgemeinen weist die faserartige Schicht eine Dicke
im Bereich von 1 μm
bis 1000 μm
auf. Jedoch weist für
einige Anwendungen, wie Rotatormanschetten und Meniskusverletzungsreparatur
die faserartige Schicht eine Dicke von größer als 1,5 mm auf.
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Die
Gewebereparaturimplantate der vorliegenden Erfindung können in
einer Vielzahl von chirurgischen und nichtchirurgischen Anwendungen
verwendet werden. In einigen chirurgischen Anwendungen, wie zur
Verwendung in der Reparatur einer Vielzahl von Geweben einschließend ein
gerissenes Band, eine gerissene Sehne, Rotatormanschetten, Nerv,
Haut, Knorpel oder Meniskus, müssen
die Gewebeimplantate der Erfindung in der Lage sein, im Operationsraum
gehandhabt zu werden, und sie müssen
in der Lage sein, ohne Reißen,
vernäht
oder anderweitig befestigt zu werden. Zusätzlich sollten die Implantate
eine Berstfestigkeit aufweisen, die adäquat ist zur Verstärkung des
Gewebes, und die Struktur des Implantats kann geeignet sein, um
Gewebeeinwuchs zu fördern.
Mittels nicht begrenzender Beispiele können die Stützgerüste der vorliegenden Erfindung
hoch porös
sein, um darin Zelleinwuchs zu erlauben. Bevorzugt ist die mittlere
Porengröße im Bereich
von 100 bis 500 μm.
In diesen Ausführungsformen
sollte das Stützgerüst ausreichend biegsam
sein, um Gewebeeinwuchs innerhalb des inneren Bereichs des Stützgerüsts aufzunehmen,
so daß die
Geometrie des Stützgerüsts umgeformt
werden kann, wenn Gewebeeinwuchs zunimmt. Demzufolge kann in der
vorliegenden Erfindung Gewebe auf der Oberfläche des biokompatiblen Stützgerüsts gezüchtet werden,
oder alternativ kann Gewebe in und auf der Oberfläche des
biokompatiblen Stützgerüsts gezogen
werden, so daß das
Gewebe in das Stützgerüst eingebettet
wird und mit diesem integriert wird.
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In
einer Ausführungsform
der vorliegenden Erfindung wird das Gewebereparaturimplantat in
der Behandlung einer Gewebeverletzung verwendet, wie einer Verletzung
eines Bandes, einer Sehne, eines Nervs, von Haut, von Knorpel oder
des Meniskus. Eine Reparatur von Gewebeverletzungen schließt die Schritte
des Erhaltens einer Probe von lebendem Gewebe mittels der Vielzahl
von Fachleuten auf dem Gebiet bekannten Methoden ein, Bearbeiten der
Probe von lebendem Gewebe unter sterilen Bedingungen, wie beispielsweise
durch Schneiden des Gewebes, um wenigstens ein zerkleinertes, fein
zerteiltes Gewebeteilchen zu erzeugen, Abscheiden der Gewebeprobe
auf dem biokompatiblen Stützgerüst, so daß die Gewebeprobe
mit dem Stützgerüst assoziiert wird,
um ein Gewebereparaturimplantat zu bilden, und Anordnen des Gewebereparaturimplantats
in einer gewünschten
Position relativ zur Gewebeverletzung. Eine Reparatur von Gewebeverletzungen
kann ebenfalls einschließen
ein Anordnen des Stützgerüsts an der
Stelle der Gewebeverletzung und dann Abscheiden der feinen Gewebeteilchen
auf dem Stützgerüst. Die
Zellen in den Gewebeteilchen, die mit dem Stützgerüst assoziiert sind, können zum Stützgerüst migrieren
und Proliferation und Integration mit umgebendem Gewebe an der Stelle
der Implantation beginnen, wodurch die Gewebeverletzung repariert
wird. Diese Methode zur Reparatur von Gewebeverletzungen kann einen
weiteren optionalen Schritt einschließen. Vor dem Schritt des Anordnens des
Gewebereparaturimplantats in einer gewünschten Position relativ zur
Gewebeverletzung können das
Stützgerüst und die
assoziierten Gewebeteilchen für
eine Dauer und unter Bedingungen inkubiert werden, die effektiv
sind, um es Zellen innerhalb der Gewebeteilchen zu erlauben, aus
dem Gewebe zu migrieren und eine Populationsbildung auf dem Stützgerüst zu beginnen.
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Die
Gewebeproben, die in der vorliegenden Erfindung verwendet werden,
werden aus einem Spender (autogen, allogen oder xenogen) unter Verwendung
geeigneter Erntewerkzeuge erhalten. Die Gewebeproben können fein
zerkleinert und in kleine Teilchen aufgeteilt sein, entweder wenn
das Gewebe gesammelt wird, oder alternativ kann die Gewebeprobe
zerkleinert werden, nachdem sie geerntet und außerhalb des Körpers gesammelt
worden ist. In Ausführungsformen,
wo die Gewebeprobe zerkleinert wird, nachdem sie geerntet ist, können die
Gewebeproben gebogen und dann dreimal in Phosphat gepufferter Salzlösung gewaschen
werden. Etwa 300 bis 500 mg an Gewebe können dann in der Gegenwart
einer kleinen Menge, wie beispielsweise etwa 1 ml, einer physiologischen
Pufferlösung,
wie beispielsweise phosphatgepufferter Salzlösung, oder einem matrixabbauendem
Enzym, wie beispielsweise 0,2% Collagennase in Hams F12 zerkleinert
werden. Eine Zerkleinerung des Gewebes zerteilt das Gewebe in Teilchen
oder kleine Stücke
von etwa 1 mm3. Ein Zerkleinern des Gewebes
kann durch eine Vielzahl von Verfahren erreicht werden. In einer
Ausführungsform
wird das Zerkleinern erreicht mit zwei sterilen Skalpellen unter
Verwendung einer parallelen Richtung, und in einer anderen Ausführungsform kann
das Gewebe zerkleinert werden durch ein Verarbeitungswerkzeug, das
automatisch das Gewebe in Teilchen einer gewünschten Größe aufteilt. In einer Ausführungsform
kann das zerkleinerte Gewebe von dem physiologischen Fluid abgetrennt
und unter Verwendung einer Vielzahl von Verfahren, die Fachleuten
auf dem Gebiet bekannt sind, konzentriert werden, wie beispielsweise
Sieben, Sedimentieren oder Zentrifugieren. In Ausführungsformen,
wo das zerkleinerte Gewebe filtriert und konzentriert wird, bewahrt
die Suspension des zerkleinerten Gewebes bevorzugt eine kleine Menge
an Fluid in der Suspension, um das Gewebe von einem Austrocknen
abzuhalten. In einer weiteren Ausführungsform ist die Suspension
an zerkleinertem Gewebe nicht konzentriert, und das zerkleinerte
Gewebe kann direkt an die Stelle der Gewebereparatur über eine
Gewebesuspension hoher Konzentration oder einen anderen Träger geliefert
werden, wie beispielsweise ein Hydrogel, Fibrinkleber oder Collagen.
In dieser Ausführungsform
kann die zerkleinerte Gewebesuspension durch irgendeines der biokompatiblen
Stützgerüste, die
oben beschrieben werden, abgedeckt werden, um die Gewebefragmente
an Ort und Stelle zu halten.
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Das
zerkleinerte Gewebe kann dann auf einem Stützgerüst unter Verwendung eines Zellverteilers
verteilt werden, um das gesamte Stützgerüst zu bedecken. In einer bevorzugten
Ausführungsform
für Meniskus-
und Knorpelreparatur wird das zerkleinerte Gewebe auf Stützgerüsten von
4 × 5
cm verteilt, die in Dulbecco's
modifiziertem Eaglesmedium (DMEM) voreingetaucht worden sind, um
das gesamte Stützgerüst zu bedecken.
Optional können
die Gewebeteilchen an den Stützgerüsten unter
Verwendung irgendeines der oben beschriebenen Klebstoffagentien
angeheftet werden, wie beispielsweise Fibrinkleber oder blutplättchenreiches
Plasma. In Ausführungsformen
unter Verwendung von Fibrinkleber oder blutplättchenreichem Plasma können einige
wenige Mikroliter an Thrombin auf den Stützgerüsten angeordnet sein, vor der
Verteilung von Fibrinogen oder blutplättchenreichem Plasma auf den
Stützgerüsten, und
können
sich setzen. Sobald die Gewebeteilchen und jegliche zusätzlichen
Agentien auf dem Stützgerüst abgeschieden
worden sind, kann dann das Gewebereparaturimplantat unmittelbar
implantiert werden, oder alternativ kann das Implantat in vitro
für eine
Dauer und unter Bedingungen gezüchtet werden,
die ausreichend sind, um es den Zellen in den Gewebeteilchen zu
erlauben, aus den Gewebeteilchen auf das Stützgerüst zu migrieren. In einer Ausführungsform,
wo das Gewebereparaturimplantat vor der Implantation inkubiert wird,
wird das Implantat bevorzug in vitro für etwa 1 bis 3 Wochen in Chondrozytwachstumsmedium
kultiviert, wie beispielsweise DMEM-Hochglycose, ergänzt mit
20% Fötalkalbsserum
(FCS), 10 mM HEPES, 0,1 mM nichtessentiellen Aminosäuren, 20
mg/ml L-Prolin, 50 mg/ml Ascorbinsäure, 100 mg/ml Penicillin,
100 mg/ml Streptomycin und 0,25 mg/ml Amphotericin B.
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Die
Verfahren zur Reparatur von Gewebeverletzungen unter Verwendung
der Gewebeimplantate gemäß der vorliegenden
Erfindung können durchgeführt werden
während
einer chirurgischen Operation, um die Gewebeverletzung zu reparieren. Alternativ
können
die Schritte eines Verarbeitens der Gewebeprobe, um zerkleinerte,
fein verteilte Gewebeteilchen zu erzeugen, des Abscheidens der Gewebeteilchen
auf dem Stützgerüst, um ein
Gewebereparaturimplantat zu bilden, und/oder des Inkubierens des
Gewebereparaturimplantats vor der Implantation an einer anderen
sterilen Stelle vor der chirurgischen Anordnung des Implantats relativ
zur Verletzungsstelle durchgeführt
werden.
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Die
Implantate, die für
die Reparatur von verletztem Gewebe verwendet werden, können von
einer Größe und Form
sein, so daß sie
mit der Geometrie und den Abmessungen eines gewünschten Bereichs oder einer
Läsion
des Gewebes, das zu behandeln ist, zusammenpassen. Das Implantat
kann von einer Größe und einer
Form sein, um die notwendige Geometrie durch zahlreiche Methoden
herzustellen, einschließend
Schneiden, Falten, Aufrollen oder anderweitiges Manipulieren des
Implantats. Wie oben erwähnt,
kann die biologische Komponente zum Stützgerüst während oder nach der Herstellung des
Stützgerüsts, oder
bevor oder nachdem das Implantat in einem Patienten installiert
ist, zugegeben werden. Eine zusätzliche
Menge der biologischen Komponente kann zugegeben werden, nachdem
das Implantat installiert ist. Sobald Zugang hergestellt ist in
die beeinträchtigte
anatomische Stelle (entweder durch minimalinvasive, offene oder
minioffene chirurgische Methoden), kann das Implantat an einer gewünschten
Position relativ zur Gewebeverletzung befestigt werden, wie innerhalb
eines Risses oder einer Läsion.
Sobald das Implantat in der gewünschten
Position oder Läsion
angeordnet ist, kann es durch Verwendung einer geeigneten Methode
befestigt werden. In einer Erscheinung kann das Implantat durch eine
chemische und/oder mechanische Befestigungsmethode befestigt werden.
Geeignete chemische Befestigungsvorrichtungen schließen Klebstoff und/oder
Haftmittel, wie Fibrinkleber, Fibrinklümpchen und andere bekannte,
biologisch kompatible Haftstoffe ein. Geeignete mechanische Befestigungsvorrichtungen
schließen
Nähte,
Klammern, Gewebestifte, Nahtanker, Pfeile, Schrauben, Stifte und
Pfeile ein. Es wird verstanden, daß Kombinationen von einem oder
mehreren chemischen und/oder mechanischen Befestigungsvorrichtungen
verwendet werden können.
Alternativ muß man
keine chemischen und/oder mechanischen Befestigungsvorrichtungen
verwenden. Statt dessen kann eine Anordnung des Implantats erreicht
werden durch eine Wechselpassung des Implantats mit einer geeigneten
Stelle im zu behandelnden Gewebe.
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In
einer weiteren Ausführungsform
ist das Gewebereparaturimplantat in chirurgischen Methoden geeignet,
die Bänder,
Sehnen, Haut und/oder Nerven reparieren.
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In
einer Verwendung kann das Gewebereparaturimplantat zur Reparatur
sein, und um Gewebeverlust während
einer Sehnen- oder Bandreparaturoperation zu vermehren, oder kann
als eine alleinstehende Vorrichtung verwendet werden. Im Fall der
Reparatur sind Sehnen- oder Bandenden durch geeignete chirurgische
Methoden angenähert
und das Gewebereparaturimplantat wird um das vereinigte Ende herum
verwendet, um stärkere
mechanische Stütze zu
geben und die Heilungsreaktion zu verbessern. Als ein Ergebnis des
Heilungsverfahrens wächst
das Sehnen- oder Bandgewebe innerhalb der Implantatvorrichtung,
eventuell auslaufend in ein Gewebe mit ähnlichen mechanischen Eigenschaften
zu denjenigen von nativem Gewebe. Das Implantat liefert die mechanische
Stütze,
die anfänglich
notwendig ist, um ein richtiges Heilen zu gewährleisten, und es dient ebenfalls
als eine Führung
für Geweberegeneration.
In einer weiteren Verwendung als eine alleinstehende Vorrichtung
wird das gerissene Gewebe entfernt, und das Gewebereparaturimplantat
mit zerkleinertem Gewebe dient dazu, die Funktion des beschädigten Gewebes
zu ersetzen. Das gerissene Gewebe kann die Gewebequelle sein, die
zur Heilung von beschädigtem
Gewebe verwendet wird.
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In
Ausführungsformen,
wo das Gewebereparaturimplantat verwendet wird, um Bandgewebe zur reparieren,
kann das Gewebereparaturimplantat zur Gewebevermehrung verwendet
werden, oder alternativ als eine alleinstehende Vorrichtung. In
Ausführungsformen,
wo das Gewebereparaturimplantat zur Vermehrung verwendet wird, kann
das Gewebereparaturimplantat in Verbindung mit irgendeiner einer Vielzahl
von etablierten Standardreparaturmethoden verwendet werden, die
Fachleuten auf dem Gebiet bekannt sind. In Ausführungsformen, wo das Gewebereparaturimplantat
zur Vermehrung während
einer ACL-Reparatur verwendet wird, verwenden Chirurgen gegenwärtig ein
Autotransplantat bestehend aus Bandgewebe, Knochen-Kniescheibensehnen,
Sehnen-Knochensehnen,
Kniebeugersehnen, oder Massiat'schen
Streifen, um Gewebe zu reparieren, und das Gewebereparaturimplantat
der vorliegenden Erfindung kann entweder um das Autotransplantat,
umgeben vom Autotransplantat oder längsseits des Autotransplantats angeordnet
sein. In Ausführungsformen,
wo das Gewebereparaturelement als eine alleinstehende Vorrichtung
verwendet wird, kann das gerissene Band entfernt und vollständig durch
das Gewebereparaturimplantat ersetzt werden. In diesem Falle kann
das Gewebereparaturimplantat am Knochen an jedem Ende des Implantats
angefügt sein.
Im Falle einer ACL-Reparatur kann ein Ende des Implantats an der
ursprünglichen
Herkunftsstelle des Oberschenkelknochens stabilisiert sein, während das
andere Ende an der ursprünglichen
Insertionsstelle auf dem Schienbein angeordnet ist.
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Das
Geweberepararturimplantat kann in einer Vielzahl von Konfigurationen
verwendet werden. Beispielsweise kann das Implantat in mehreren
Laminaten gefaltet oder gestapelt sein, oder es kann der Form nach
aufgerollt oder eine röhrenartige Struktur
sein. Sehnen- oder
Bandenden können
verknüpft
sein, beispielsweise durch Vernähen,
Klammern, Klippen, Ankleben oder Verankern des Implantats an Enden
des Implantats. In einigen Ausführungsformen,
wo das Gewebereparaturimplantat verwendet wird, um Sehnen zu reparieren,
wie beispielsweise Rotatormanschettenreparatur, kann der Chirurg
das Gewebereparaturimplantat verwenden, um in der Wiederannäherung der
abgerissenen Rotatormanschette an eine Knochenmulde durch die Kortikaloberfläche der
größeren Tuberosität zu helfen. Häufig ist
bei älteren
Patienten das Rotatormanschettengewebe dünn und degeneriert und/oder
die Qualität
des Oberschenkelknochens osteporös.
Daher, um die Festigkeit der Anfügung
an die Knochenmulde zu erhöhen,
kann das Gewebereparaturimplantat auf der Oberseite der Sehne angeordnet
sein, so daß die
Nähte durch
sowohl das Stützgerüst als auch
die Sehne führen
würden,
oder alternativ kann das Gewebereparaturimplantat auf der Oberseite
der Knochenbrücke
verwendet werden, um die Nähte von
einem Herausziehen des Knochens abzuhalten. In jeder Ausführungsform
liefert das Gewebereparaturimplantat Nahtretentionsfestigkeit. Situationen,
wo die Qualität
der Rotatormanschette so degeneriert ist, daß das Gewebe nicht an den Oberschenkelknochen
angenähert
werden kann, kann das Gewebereparaturimplantat als eine Brücke dienen,
wobei ein Ende des Implantats an der verbleibenden Sehne angefügt werden
kann, während
das andere Ende am Knochen angefügt
werden kann.
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In
einer weiteren Variation kann das Implantat verwendet werden, um
die Hülle
einer Sehne zu reparieren oder zu ersetzen. Um dies durchzuführen, wird
das Implantat an dem Bindegewebe angenäht oder anderweitig angefügt, wie
dem Periosteum, Synovium oder den Muskel, und um die Sehne umwickelt.
Diese Konstruktion erlaubt ein freies Gleiten der Sehne innerhalb
der Hülse,
die durch das Implantat gebildet wird. Das Implantat liefert die
notwendige strukturelle Stütze
folgend einer Operation. Mit der Zeit kann jedoch das Implantat
in dieser Ausführungsform
resorbiert und durch neues Gewebe ersetzt werden.
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Die
Implantate der Erfindung können
ebenfalls zum Organreparaturaustausch oder für Regenerationsstrategien verwendet
werden, die von diesen einzigartigen Gewebeimplantaten Nutzen ziehen können. Beispielsweise
können
diese Implantate für Bandscheibe,
Schädelgewebe,
Dura, Nervengewebe, Leber, Pankreas, Niere, Blase, Uterus, Ösophagus,
Lebermilz, Herzmuskel, Skelettmuskel, Haut, Fascie, Beckenboden,
Magen, Sehnen, Knorpel, Bänder
und Brustgewebe verwendet werden.
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Die
Implantate der vorliegenden Erfindung können verwendet werden, um eine
biologische Untersuchung zum Messen des Effekts einer Substanz auf
ein lebendes Gewebe zu erzeugen. In dieser Ausführungsform werden Gewebekonstrukte
erzeugt, wie oben beschrieben, durch Bereitstellen eines sterilen,
biokompatiblen Stützgerüsts, Erhalten einer
Probe von lebendem Gewebe, Verarbeiten der Probe des lebenden Gewebe
unter sterilen Bedingungen, um eine Suspension aus zerkleinertem
Gewebe mit zerkleinerten Gewebefragmenten und einer physiologischen
Pufferlösung
zu bilden, und Abscheiden der Suspension von zerkleinertem Gewebe auf
das biokompatible Stützgerüst, so daß die Suspension
an zerkleinertem Gewebe und das Stützgerüst assoziiert werden. Das Gewebekonstrukt
wird unter Bedingungen inkubiert, die effektiv sind, um es Zellen
innerhalb des zerkleinerten Gewebes zu erlauben, das Stützgerüst zu besiedeln.
Das Gewebekonstrukt kann dann mit der Substanz, die getestet werden
soll, kontaktiert werden, und der bzw. die Effekt(e) dieser Substanz
kann bzw. können
bestimmt werden. Diese Gewebekonstrukte können verwendet werden, um die
biologischen Reaktionen gegenüber einer
Testsubstanz zu bestimmen und/oder zu testen, wie beispielsweise
Zelllebensfähigkeit,
Wachstum, Migration, Differenzierung und Bewahrung des Zellphenotyps,
metabolische Aktivität,
Induktion oder Repression. Diese biologischen Reaktionen können unter
Verwendung irgendeiner einer Vielzahl von Methoden, die Fachleuten
auf dem Gebiet bekannt sind, eingeschätzt werden, wie beispielsweise
Proliferationsuntersuchung, Zellmigrationsuntersuchung, Proteinuntersuchung,
Genexprimierungsuntersuchung, Lebensfähigkeitsuntersuchung, kalorimetrische
Untersuchung oder metabolische Untersuchung. Mittels nicht begrenzender
Beispiele wird die Exprimierung eines ausgewählten Gens oder von Genprodukten typischerweise
exprimiert durch das Gewebe des Gewebekonstrukts, wie beispielsweise
die Exprimierung von Collagen des Typs II, Typs IX oder Typs XI, expermiert
durch Chondrozyten, unter Verwendung einer Vielzahl bekannter Untersuchungen,
wie beispielsweise Nothernblot-Analyse, RNAse-Schutzuntersuchungen, Polymerase-kettenreaktion
(PCR), Westernblot-Analyse und Enyzm-verknüpfte Immunoabsorbensuntersuchung
(ELISA). Geeignete Substanzen, die unter Verwendung der Gewebekonstrukte
der vorliegenden Erfindung getestet werden können, schließen ein,
sind jedoch nicht begrenzt auf Arzneimittel, pharmazeutische Zusammensetzung, Chemikalien,
Mikroben, Elemente, Zytokine, Wachstumsfaktoren, Hormone, Antikörper, Peptide,
Liganden, Antagonisten von Membran-gebundenen Rezeptoren und Kombinationen
derselben.
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Die
Implantate der vorliegenden Erfindung können ebenfalls verwendet als
eine Liefervorrichtung für
ein Therapeutikum, wobei das Therapeutikum im zerkleinerten Gewebe
ist, welches eine Kombination von Zellen, extrazellulärer Matrix
und inhärenten Wachstumsfaktoren
einschließt.
Der Stützgerüstteil des
Implantats kann es Hormonen und Proteinen erlauben, in die umgebende
Umwelt abgegeben zu werden.
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Die
Verfahren zur Reparatur von Gewebeverletzungen unter Verwendung
der Gewebeimplantate gemäß der vorliegenden
Erfindung können durchgeführt werden
während
einer chirurgischen Operation, um die Gewebeverletzung zu reparieren. Ein
Patient wird für
eine Gewebereparaturoperation in einer herkömmlichen Weise unter Verwendung herkömmlicher
chirurgischer Methoden vorbereitet. Gewebereparatur wird an der
Stelle des verletzten Gewebes unter Verwendung der Gewebereparaturimplantate
der vorliegenden Erfindung durchgeführt. Die Gewebeprobe, die verwendet
wird, um das Gewebereparaturimplantat zu bilden, wird aus dem Patienten
(oder einem anderen Spender) unter Verwendung geeigneter Werkzeuge
und Methoden erhalten. Die Gewebeprobe wird fein zerteilt und in
wenigstens ein Gewebeteilchen mit einer Teilchengröße im Bereich
von 0,1 bis 3 mm3 aufgeteilt. Das Gewebe
kann unter Verwendung herkömmlicher
Zerkleinerungsmethoden, wie zwei sterilen Skalpellen, die in einer parallelen
Richtung verwendet werden, zerkleinert werden. Zwischen 300 bis
500 mg Gewebe wird in der Gegenwart von etwa 1 ml einer physiologischen Pufferlösung zerkleinert,
abhängig
von dem Ausmaß der
Gewebeverletzung an der Reparaturstelle. Das zerkleinerte Gewebe
wird filtriert und konzentriert, um das zerkleinerte Gewebeteilchen
von der physiologischen Pufferlösung
zu trennen. Das zerkleinerte Gewebe kann unter Verwendung irgendeiner
einer Vielzahl von herkömmlichen
Methoden konzentriert werden, wie beispielsweise durch Sieben, Sedimentieren
oder Zentrifugieren. Die zerkleinerten Gewebeteilchen werden dann
unter Verwendung eines Zellverteilers auf ein biokompatibles Stützgerüst von 4 × 5 cm verteilt,
das in Dulbecco's
modifiziertem Eaglemedium (DMEM) eingetaucht worden ist. Ein Haftstoffagens
kann dem biokompatiblem Stützgerüst und den
zerkleinerten Gewebeteilchen zugegeben werden. Das Gewebereparaturimplantat
wird an der Stelle der Gewebeverletzung implantiert, entweder sofort
oder nach einer Dauer einer in vitro- Inkubation. Ein endgültiger Wundverschluß wird in
einer herkömmlichen
Weise unter Verwendung herkömmlicher
chirurgischer Methoden durchgeführt.
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Die
folgenden Beispiele sind veranschaulichend für die Prinzipien und die Praxis
dieser Erfindung. Zahlreiche zusätzliche
Ausführungsformen
innerhalb des Umfangs der Ansprüche
werden Fachleute auf dem Gebiet offensichtlich sein.
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Beispiel 1
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Gesundes
Knorpelgewebe aus Gelenkverbindungen wurde aus Rinderschultern erhalten.
Das Knorpelgewebe, welches im wesentlichen frei von Knochengewebe
ist, wurde unter Verwendung von Skalpellklingen zerkleinert, um
kleine Gewebefragmente in der Gegenwart von 0,2% Collagenase zu erhalten.
Die Größe der Gewebefragmente
variierte, sollte jedoch im Durchschnitt 1 × 1 mm in der Abmessung sein.
Das zerkleinerte Gewebe wurde dann einheitlich auf einem synthetischen
Stützgerüst von 4 × 5 cm aus
bioresorbierbarem Polycaprolacton/Polyglycolsäure (PCT/PGA) verteilt. Mit
Etyhlenoxid sterilisierte Polymerstützgerüste wurden für vier Stunden in
Dulbecco's modifiziertem
Eaglemedium vor der Verteilung von Gewebefragmenten voreingetaucht. Das
Gerüst
beladen mit zerkleinerten Fragmenten wurde dann in einer 10 cm Zellkulturschale
enthaltend Chondrozytenwachstumsmedium angeordnet. Das Chondrozytenwachstumsmedium
bestand aus Dulbecco's
modifiziertem Eaglemedium (DMEM – Hochglycose), ergänzt mit
20% Fötalkalbsserum (FCS),
10 mM HEPES, 0,1 mM nicht essentiellen Aminosäuren, 20 mg/ml L-Prolin, 50
mg/ml Ascorbinsäure,
100 mg/ml Penicillin, 100 mg/ml Streptomycin und 0,25 mg/ml Amphotericin
B. Das Wachstumsmedium wurde jeden zweiten Tag aufgefüllt. Gerüststrukturen
wurden bei 37°C
in einem Zellkulturinkubator kultiviert. Sechs Wochen folgend der
Kultur wurden die Proben entfernt und bezüglich der Zellverteilung und
Migration innerhalb der Stützgerüste und
zur Herstellung von knorpelartiger Matrix analysiert. 1 zeigt, daß Zellen extensiv in die Polymerstützgerüste aus
den zerkleinerten Knorpelgewebefragmenten (1A) migrieren.
Die migrierenden Zellen halten ihren Phenotyp und erzeugen eine
Matrix, die positiv färbt
für die
sulfatierten Glycosaminoglycane unter Verwendung des Färbemittels
Safranin O (1B).
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Beispiel 2
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Die
bioresorbierbaren Stützgerüste enthaltend
zerkleinertes Knorpelgewebe und Zellen aus Beispiel 1 wurden ebenfalls
in SCID-Mäuse
implantiert. Die Aufgabe war, den chondrozytischen Einwuchs von
zerkleinerten knorpelartigen Geweben in Polymerstützgerüste in vivo
einzuschätzen.
Polymerstützgerüste mit
einem Durchmesser von 5 mm wurden subkutan bilateral im seitlichen
Thoraxbereich der SCID-Mäuse
implantiert. Das implantierte Stützgerüst konnte
Zellwachstum für
vier Wochen tragen. Die subkutanen Implantationsstellen mit der überliegenden
Haut wurden dann herausgeschnitten und in 10% gepufferter Formalinfixierungslösung konserviert.
Folgend einer Fixierung wurde jede Implantationsstelle bezüglich der
Histologie verarbeitet. Histologische Schnitte wurden mit Hematoxylin
und Eosin und Safranin-O gefärbt. 2A und
B zeigen, daß reichliche
Zellen innerhalb des Stützgerüsts verteilt waren.
Die Zellen zeigten eine chondrozytartige Morphologie, wie es bewiesen
wird durch die intensive positive Färbung für Safranin O der synthetisierten Matrix.
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Beispiel 3
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Zerkleinertes
Knorpelgewebe, hergestellt gemäß dem in
Beispiel beschriebenen Verfahren, wurde einheitlich auf einem 4 × 5 cm Stützgerüst aus synthetischem,
bioresorbierbaren Polycaprolacton/Polyglycolsäure (PCL/PGA) verteilt. Zerkleinerte Knorpelgewebefragmente
wurden an den Stützgerüsten mit
1 mL blutplättchenreichem
Plasma (PRP, human) angehaftet. 60 Mikroliter (60 Einheiten) an Thrombin
wurden verwendet, um Klümpchenbildung in
dem PRP zu induzieren. Kontrollstützgerüste beladen mit zerkleinerten
Knorpelfragmenten alleine und Stützgerüste beladen
mit zerkleinerten Knorpelfragmenten angeheftet durch PRP wurden
in vitro für eine
Woche kultiviert und dann in SCID-Mäuse wie in Beispiel 2 beschrieben
implantiert. 3A ist eine Fotomikrographie
eines Kontrollsteuergerüsts
beladen mit zerkleinertem Gewebe. 3B ist
eine Fotomikrographie, die ein Stützgerüst beladen mit zerkleinertem
Gewebe und PRP zeigt. 3B demonstriert, das PRP nützlich ist
beim Fördern
der Migration der Chondrozytzellen, und PRP ist ebenfalls nützlich beim
Fördern
der Aufrechterhaltung des differenzierten Phenotyps der Chondrozytzellen
innerhalb des Stützgerüsts. Die
migrierenden Zellen bewahren ihren Phenotyp und erzeugen eine Matrix,
die positiv färbte
für die
sulfatierten Glycosaminoglycane unter Verwendung des Farbstoffs
Safranin O (3B).
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Beispiel 4
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Gesunde
Hautproben voller Dicke, gesammelt von 1 × 1 cm Wunden, erzeugt auf
der dorsalen Seite der Schweine, wurden unmittelbar in 50 ml konischen
Röhren
enthaltend DMEM mit 10x Antibiotika/Antimykotika angeordnet. Gewebeproben
wurden einmal in PBS enthaltend 10X Antibiotika/Antimykotika gespült, gefolgt
von einem zusätzlichen
Spülschritt
mit PBS enthaltend 1x Antibiotika/Antimykotika. Das Gewebe wurde
aseptisch unter Verwendung einer Skalpellklinge in einer Haube mit
laminarem Fluß zerkleinert.
Dispergierte Hautproben wurden einem enzymatischen Abbau mit 1 ml
an 0,25% Collagenase/0,25% Dispase bei 37°C für 15 Minuten (autologe Zelldispersion
#1) unterzogen. Ein anderer Satz von Proben wurde zuerst mit 500 μl an 0,25%
Trypsin für 10 Minuten
abgebaut, dann mit PBS gewaschen, um Trypsin zu entfernen, und dann
mit 1 ml an 0,25% Collagenase/0,25% Dispase bei 37°C für 15 Minuten (autologe
Zelldispersion #2) inkubiert. Folgend dem Abbau wurden die Proben
bei 2500 Upm für
5 Minuten zentrifugiert. Die überstehende
Flüssigkeit
wurde verdampft und verworfen. Dispergierte, teilweise abgebaute
Hautproben wurden einmal in PBS gewaschen und dann in 500 μl PBS resuspendiert.
Etwa 20 μl
Zellsuspension wurden gleichmäßig in dem Wundbett
verteilt, und bioresobierbares Stützgerüst wurde vorsichtig auf der
Oberseite der dispergierten Zellen aufgesetzt, unter Sicherstellung,
nicht die Zellsuspension zu verschieben. Dispergierte Zellen konnten
gleichmäßig auf
dem Stützgerüst verteilt
und auf dem Wundbett angeordnet werden. 4 zeigt, daß autologe
Zelldispersion histologisch als Keratinocyt-„Inseln" vorhanden waren, von denen einige durch
das Stützgerüst in Richtung
auf die Wundoberfläche
migriert waren.
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Beispiel 5
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Gesundes
Vorderkreuzbandgewebe wurde aus Rinderknien erhalten. Das Bandgewebe
wurde unter Verwendung von Skalpellklingen und/oder Scheren zerkleinert,
um kleine Gewebefragmente zu erhalten. Während die Größe der Gewebefragmente variierte,
war die durchschnittliche Teilchengröße etwa 1 mm3 in
der Abmessung. In diesem Beispiel wurde das Band mit und ohne 0,2%
Collagenase zerkleinert. Das zerkleinerte Gewebe wurde dann einheitlich
auf einem synthetischen Stützgerüst von 4 × 5 cm aus
bioresorbierbarem Polycaprolacton/Polyglycolsäure (PGA/PCL) oder einem Stützgerüst aus Polymilchsäure/Polyglycolsäure (PLA/PGA)
verteilt. Die Stützgerüste wurden
in 70% Ethanol für
1 Stunde sterilisiert und dreimal mit sterilem PBS gewaschen. Die
Stützgerüste wurden
dann für
1–2 Stunden
in Dulbecco's modifiziertem
Eaglemedium mit 1x Antibiotika-Antimykotika vor der Verteilung der
Gewebefragmente voreingetaucht. Das Stützgerüst beladen mit zerkleinerten
Fragmenten wurde dann in einer 10 cm Zellkulturschale enthaltend
Wachstumsmedium angeordnet, welches aus Dulbecco's modifiziertem Eaglemedium (DMEM-Hochglycose),
ergänzt
mit 20% Fötalkalbsserum
(FCS), 100 mg/ml Penicillin, 100 mg/ml Streptomycin und 0,25 mg/ml
Amphotericin B bestand. Stützgerüste mit
dem zerkleinerten Gewebe wurden bei 37°C in einem Zellkulturinkubator
gezüchtet
und das Wachstumsmedium jeden zweiten Tag ausgetauscht. Drei und
sechs Wochen nach der Züchtung
wurden Proben entfernt und bezüglich
der Zellverteilung und der Migration innerhalb der Stützgerüste analysiert. 5 demonstriert, daß Zellen extensiv in die Polymerstützgerüste nach
6 Wochen in der Kultur migrieren aus den zerkleinerten Vorderkreuzbandfragmenten,
die mit Collagenase behandelt wurden (5A) und
ohne Collagenase (5B).
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Beispiel 6
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Menisken
wurden von erwachsenen Gänseknien
gesammelt, und Explantate mit einem Durchmesser von 4 mm (2 mm dick)
wurden aus den weißen
und rot-weißen
Bereichen entnommen. Eine 2 mm Ausstanzbiopsie wurde aus der Mitte
der Explantate entfernt. Ein bioresorbierbares Stützgerüst aus Polymilchsäure/Polycaprolacton
(PLA/PCL), 2 mm im Durchmesser und 2 mm dick, wurde in die Mitte des
Meniskusexplantats insertiert. Die Explantate mit Stützgerüsten wurden
für 2 und
3 Wochen unter Standardzellkulturbedingungen mit Änderungen
im Medium (DMEM enthaltend 1% FBS, 1x Anitbiotika-Antimykotika)
auftretend jeden zweiten Tag gezüchtet.
Nach 14 und 21 Tagen nach der Züchtung wurde
die Hälfte
der Proben in 10% gepuffertem Formalin zur histologischen Bearbeitung
angeordnet. Schnitte wurden mit Hematoxylin gefärbt, um die Zellen sichtbar
zu machen. Aus den verbleibenden Proben wurden die Stützgerüste entfernt
und die Zellzahl durch Quantifizierung von DNA unter Verwendung des
CyQuant-Tests geschätzt. 6A demonstriert, daß es eine
Zellmigration in die Polymerstützgerüste aus den
Meniskusexplantaten gibt. 6B zeigt
die Histologie von Querschnitten der Stützgerüste, die die Zellmigration
in die Stützgerüste zeigen.
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Beispiel 7
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Gesundes
Knorpelgewebe und osteochondrale Pfropfen wurden aus Gelenkverbindungen
von Rinderschultern erhalten. Zerkleinertes Knorpelgewebe wurde
gemäß dem im
Beispiel 1 beschriebenen Verfahren hergestellt. Zusätzlich wurden
osteochrondale Pfropfen (1 × 1
cm) aus Rinderschultern unter Verwendung einer Diamantknochensäge geerntet
und mit Knochenschneidern zerkleinert (morselized), um Knochenknorpelpaste
zu erhalten. Als nächstes
wurden 250 mg der Probe (zerkleinerte Knorpel oder Knochenknorpelpaste)
auf 2 × 5
cm synthetischen bioresorbierbaren (PCL/PGA)-Stützgerüsten verteilt. Das Stützgerüst beladen
mit zerkleinerten Knorpelfragmenten oder osteochondraler Paste wurde
dann in einer 10 cm Zellkulturschale enthaltend Chondrozytwachstumsmedium
angeordnet und in einem Zellkulturinkubator wie in Beispiel 1 beschrieben
kultiviert. Drei Wochen nach der Kultivierung wurden die Proben
entfernt und in SCID-Mäuse
wie in Beispiel 2 beschrieben implantiert. Die Aufgabe war es, die
Natur des geformten Gewebes innerhalb des Stützgerüsts folgend einer Implantation
nach 4 Wochen einzustufen. Histologische Schnitte wurden analysiert
bezüglich
der Zellverteilung und bezüglich
der Natur der gebildeten Matrix, innerhalb der Stützgerüste, durch
Färben
mit Hematoxylin und Eosin (H/E), Safranin O (SO) und modifiziertem
Mallory's Anilinblau
(MMAB). 7A–7C demonstrieren,
daß Zellen
extensiv in die Polymerstützgerüste aus
den zerkleinerten Knorpelgewebefragmenten migrieren und knorpelartige
Matrix bilden, die positiv für
Safranin O färbt. Dies
ist insbesondere ersichtlich in 7B, in
welcher der dunklere Bereich in der Mitte und an der Oberseite der
Fotographie für
eine positive Färbung anzeigend
ist. 8A–8C demonstrieren,
daß Zellen
aus Knochenknorpelpaste in Polymerstützgerüste migrieren. Jedoch umfaßt das Gewebe,
das gebildet wird, Knorpel ebenso wie neuen Knochen. Das Auftreten
des neuen Knochens wird durch schmalere Pfeile in 8C gezeigt,
während
die alten Knochenfragmente durch die stärkeren Pfeile in 8A und 8C gezeigt
sind.
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Beispiel 8
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Gesundes
Knorpelgewebe wurde aus Gelenkverbindungen von Rinderschultern erhalten.
Zerkleinertes Knorpelgewebe wurde gemäß dem im Beispiel 1 beschriebenen
Verfahren hergestellt. Biopsieausstanzungen wurden verwendet, um
Knorpelgewebefragmente mit einem Durchmesser von 2 mm und 3 mm zu
erhalten. Die Dicke dieser Fragmente war etwa 1 mm. 250 mg an zerkleinertem
Knorpel oder Knorpelfragmenten mit einem Durchmesser von 2 oder
3 mm wurden auf synthetischen bioresorbierbaren (PCL/PDA)-Stützgerüsten von
2 × 5
cm verteilt. Das Stützgerüst beladen
mit Knorpelfragmenten wurde dann in einer 10 cm Zellkulturschale
enthaltend Chondrozytenwachstumsmedium angeordnet und in einem Zellkulturinkubator
wie in Beispiel 1 beschrieben gezüchtet. Drei Wochen nach der
Züchtung
wurden die Proben entfernt und die Zellzahl bestimmt durch Quantifizierung
des DNA-Gehalts. 5 mm Biopsieausstanzungen wurden ebenfalls in SCID-Mäuse wie
in Beispiel 2 beschrieben implantiert. Die Aufgabe war es, die optimale
Größe der Gewebefragmente
für dieses
Verfahren zu bestimmen. 9 demonstriert, daß die höchste Zellzahl
beobachtet wurde in Stützgerüsten, die
mit zerkleinertem Knorpelgewebe beladen waren, und der geringste Gehalt
in Stützgerüsten, die
mit Knorpelfragmenten von einem Durchmesser von 3 mm beladen waren. 10A–10C liefern histologische Einstufungen der Stützgerüste implantiert
in SCID-Mäuse
und gefärbt
mit Safranin O. Diese Ergebnisse demonstrieren das einheitliche
knorpelartige Gewebe (gefärbt, dunklere
Bereiche) in Stützgerüsten beladen
mit zerkleinertem Knorpelgewebe und Knorpelfragmenten mit einem
Durchmesser von 2 mm (10A und 10B).
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Stützgerüste, die
mit Knorpelfragmenten mit einem Durchmesser von 3 mm beladen waren,
waren nicht einheitlich gefüllt
(10C).
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Ein
Fachmann auf dem Gebiet wird weitere Merkmale und Vorteile der Erfindung
basierend auf den oben beschriebenen Ausführungsformen erkennen. Demzufolge
ist die Erfindung nicht durch das begrenzt, was in besondere Weise
gezeigt und beschrieben worden ist, außer wie es durch die beigefügten Ansprüche angezeigt
ist.