DE10018787A1 - Lipase-catalyzed synthesis of steryl esters, useful e.g. as nutritional supplements to reduce cholesterol levels, by solventless reaction of sterol with carboxylic acid or ester - Google Patents
Lipase-catalyzed synthesis of steryl esters, useful e.g. as nutritional supplements to reduce cholesterol levels, by solventless reaction of sterol with carboxylic acid or esterInfo
- Publication number
- DE10018787A1 DE10018787A1 DE2000118787 DE10018787A DE10018787A1 DE 10018787 A1 DE10018787 A1 DE 10018787A1 DE 2000118787 DE2000118787 DE 2000118787 DE 10018787 A DE10018787 A DE 10018787A DE 10018787 A1 DE10018787 A1 DE 10018787A1
- Authority
- DE
- Germany
- Prior art keywords
- acid
- ester
- carboxylic acid
- lipase
- esters
- Prior art date
- Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
- Withdrawn
Links
Classifications
-
- A—HUMAN NECESSITIES
- A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
- A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
- A61K8/00—Cosmetics or similar toiletry preparations
- A61K8/02—Cosmetics or similar toiletry preparations characterised by special physical form
- A61K8/0295—Liquid crystals
-
- A—HUMAN NECESSITIES
- A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
- A61K—PREPARATIONS FOR MEDICAL, DENTAL OR TOILETRY PURPOSES
- A61K8/00—Cosmetics or similar toiletry preparations
- A61K8/18—Cosmetics or similar toiletry preparations characterised by the composition
- A61K8/30—Cosmetics or similar toiletry preparations characterised by the composition containing organic compounds
- A61K8/63—Steroids; Derivatives thereof
-
- A—HUMAN NECESSITIES
- A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
- A61Q—SPECIFIC USE OF COSMETICS OR SIMILAR TOILETRY PREPARATIONS
- A61Q19/00—Preparations for care of the skin
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C09—DYES; PAINTS; POLISHES; NATURAL RESINS; ADHESIVES; COMPOSITIONS NOT OTHERWISE PROVIDED FOR; APPLICATIONS OF MATERIALS NOT OTHERWISE PROVIDED FOR
- C09K—MATERIALS FOR MISCELLANEOUS APPLICATIONS, NOT PROVIDED FOR ELSEWHERE
- C09K19/00—Liquid crystal materials
- C09K19/04—Liquid crystal materials characterised by the chemical structure of the liquid crystal components, e.g. by a specific unit
- C09K19/36—Steroidal liquid crystal compounds
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
- C12P33/00—Preparation of steroids
-
- C—CHEMISTRY; METALLURGY
- C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
- C12P—FERMENTATION OR ENZYME-USING PROCESSES TO SYNTHESISE A DESIRED CHEMICAL COMPOUND OR COMPOSITION OR TO SEPARATE OPTICAL ISOMERS FROM A RACEMIC MIXTURE
- C12P7/00—Preparation of oxygen-containing organic compounds
- C12P7/62—Carboxylic acid esters
Landscapes
- Chemical & Material Sciences (AREA)
- Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
- Health & Medical Sciences (AREA)
- Organic Chemistry (AREA)
- General Health & Medical Sciences (AREA)
- Engineering & Computer Science (AREA)
- Zoology (AREA)
- Wood Science & Technology (AREA)
- Public Health (AREA)
- Veterinary Medicine (AREA)
- Animal Behavior & Ethology (AREA)
- Epidemiology (AREA)
- Birds (AREA)
- Chemical Kinetics & Catalysis (AREA)
- General Chemical & Material Sciences (AREA)
- Microbiology (AREA)
- Crystallography & Structural Chemistry (AREA)
- Genetics & Genomics (AREA)
- Biotechnology (AREA)
- Biochemistry (AREA)
- Bioinformatics & Cheminformatics (AREA)
- General Engineering & Computer Science (AREA)
- Dermatology (AREA)
- Materials Engineering (AREA)
- Steroid Compounds (AREA)
Abstract
Description
Die Erfindung ist charakterisiert durch die lösungsmittelfreie Umsetzung von organischen Carbonsäuren oder Carbonsäureestern mit Sterinen und anderen Steroiden oder deren kurzkettigen Estern, wobei die Reaktionspartner ohne Lösungsmittel in Gegenwart von Lipasen im Vakuum zu Sterylestern reagieren.The invention is characterized by the solvent-free conversion of organic Carboxylic acids or carboxylic acid esters with sterols and other steroids or their short chain esters, the reactants without solvent in the presence of lipases react in vacuo to steryl esters.
Als Sterine (Sterole, Steroide) werden im folgenden natürlich vorkommende und synthetische Alkohole mit einem hydrierten oder partiell hydrierten Cyclopenta[a]phenanthren-Gerüst bezeichnet, die noch weitere funktionelle Gruppen als Substituenten besitzen können wie z. B. Alkyl-Reste, Keto-, Hydroxy- und Carboxy-Gruppen. Die Verbindungen besitzen üblicherweise 18-30 Kohlenstoffatome. Der Begriff Sterine wird im folgenden sinngemäß auch für Verbindungen verwendet, die oft als Steroide oder Steroid-Hormone bezeichnet werden, beispielsweise Androstan- und Pregnan-Derivate.The following are naturally occurring and synthetic as sterols (sterols, steroids) Alcohols with a hydrogenated or partially hydrogenated cyclopenta [a] phenanthrene skeleton referred to, which may have other functional groups as substituents such. B. Alkyl residues, keto, hydroxy and carboxy groups. The compounds usually have 18-30 carbon atoms. The term sterols is also used below for Uses compounds that are often referred to as steroids or steroid hormones for example androstane and Pregnan derivatives.
Sterinester finden vielseitige Anwendung als Parmazeutika und Bestandteile von Kosmetika sowie als flüssigkristalline Verbindungen in der Technik (Koshiro, A., 1987. Cholesterol ester and its manufacture using microbial lipase. Japan. Kokai Tokkyo Koho 62 296 894 [Chemical Abstracts 110: 210969p, 1989]). In jüngster Zeit werden Fettsäureester der Phytosterine auch als Nahrungsergänzungen in Diätmargarinen verwendet, da sie den Plasmacholesterin-Spiegel senken können (Miettinen, T., Vanhagen, H. und Wester, I., 1996. Use of stanol fatty acid ester for reducing serum cholesterol level. U.S. Patent 5 502 045; von Hellens, S., 1999. Benecol margarine enriched with stanol esters. Lipid Technology 11: 29-31; Wester, I., 2000. Cholesterol-lowering effect of plant sterols. European Journal of Lipid Science and Technology, 37-44).Sterile esters are widely used as pharmaceuticals and components of cosmetics and as liquid-crystalline compounds in industry (Koshiro, A., 1987. Cholesterol ester and its manufacture using microbial lipase. Japan. Kokai Tokkyo Koho 62 296 894 [Chemical Abstracts 110: 210969p, 1989]). In recent times, fatty acid esters of phytosterols have also been called Dietary supplements are used in dietary margarines because they lower plasma cholesterol can lower (Miettinen, T., Vanhagen, H. and Wester, I., 1996. Use of stanol fatty acid ester for reducing serum cholesterol level. U.S. Patent 5,502,045; by Hellens, S., 1999. Benecol margarine enriched with stanol esters. Lipid Technology 11: 29-31; Wester, I., 2000. Cholesterol lowering effect of plant sterols. European Journal of Lipid Science and Technology, 37-44).
Es ist bekannt, daß Carbonsäure-sterylester durch Übertragung eines Acyl-Rests auf Hydroxy- Gruppen von Sterinen auf unterschiedliche Weise hergestellt werden können. Chemische Verfahren beruhen vor allem auf der Umesterung von Carbonsäureestern mit Sterinen oder Reaktionen von Carbonsäurehalogeniden oder -anhydriden mit Hydroxy-Gruppen von Sterinen (Pinter, K. G., hamilton, J. G. und Muldrey, J. E., 1964. A method for rapid microsynthesis of radioactive cholesterol esters. Journal of Lipid Research 5: 273-274; Piretti, M. V. und Pagliuca, G., 1996. Synthesis of highly pure dolichyl and cholesteryl esters. Italian Journal of Biochemistry 45: 67-69).It is known that carboxylic acid sterylester by transfer of an acyl residue to hydroxy Groups of sterols can be made in different ways. Chemical Processes are primarily based on the transesterification of carboxylic acid esters with sterols or Reactions of carboxylic acid halides or anhydrides with hydroxyl groups of sterols (Pinter, K.G., Hamilton, J.G. and Muldrey, J.E., 1964. A method for rapid microsynthesis of radioactive cholesterol esters. Journal of Lipid Research 5: 273-274; Piretti, M.V. and Pagliuca, G., 1996. Synthesis of highly pure dolichyl and cholesteryl esters. Italian Journal of Biochemistry 45: 67-69).
Enzymatische Verfahren zur Herstellung von Carbonsäure-sterylestern gehen von Carbonsäuren und Sterinen (Veresterung) bzw. Carbonsäureestern und Sterinen (Umesterung) aus, die in Gegenwart von Lipasen als Biokatalysatoren umgesetzt werden. Enzymatic processes for the production of carboxylic acid sterylesters go from Carboxylic acids and sterols (esterification) or carboxylic acid esters and sterols (transesterification) from, which are implemented in the presence of lipases as biocatalysts.
Bisherige Verfahren (Koshiro, A., 1987. Cholesterol ester and its manufacture using microbial lipase. Japan. Kokai Tokkyo Koho 62 296 894 [Chemical Abstracts 110: 210969p, 1989]; Kosugi, Y., Tanaka, H., Tomizuka, N., Akeboshi, K., Matsufune, Y. und Yoshikawa, S., 1989. Enzymic manufacture of sterol fatty acid esters. Japan. Kokai Tokkyo Koho 1 218 593 [Chemical Abstracts 113, 4707k, 1990]) beschreiben die lipase-katalysierte Veresterung von organischen Carbonsäuren mit Hydroxy-Gruppen von Sterinen, z. B. Cholesterin, in organischen Lösungsmitteln wie zum Beispiel Heptan, Methyl-tert.-butylether, Aceton und anderen, zum Teil in Gegenwart geringer Mengen Wasser. So ist die lipase-katalysierte Synthese von Cholesteryl docosahexaenoat bekannt, die in Gegenwart von etwa 30% Wasser zu einem Umsatz von 90% nach einer Reaktionszeit von 24 Stunden führt (Shimada, Y., Hirota, Y., Baba, T., Sugihara, A., Moriyama, S., Tominaga, Y. und Terai, T., 1999. Enzymatic synthesis of steryl esters of polyunsaturated fatty acids. Journal of the American Oil Chemists' Society 76: 713-716).Previous methods (Koshiro, A., 1987. Cholesterol ester and its manufacture using microbial lipase. Japan. Kokai Tokkyo Koho 62 296 894 [Chemical Abstracts 110: 210969p, 1989]; Kosugi, Y., Tanaka, H., Tomizuka, N., Akeboshi, K., Matsufune, Y. and Yoshikawa, S., 1989. Enzymic manufacture of sterol fatty acid esters. Japan. Kokai Tokkyo Koho 1 218 593 [Chemical Abstracts 113, 4707k, 1990]) describe the lipase-catalyzed esterification of organic carboxylic acids with hydroxy groups of sterols, e.g. B. cholesterol, in organic Solvents such as heptane, methyl tert-butyl ether, acetone and others, some in the presence of small amounts of water. Such is the lipase-catalyzed synthesis of cholesteryl docosahexaenoate known that in the presence of about 30% water to a conversion of 90% after a reaction time of 24 hours (Shimada, Y., Hirota, Y., Baba, T., Sugihara, A., Moriyama, S., Tominaga, Y. and Terai, T., 1999. Enzymatic synthesis of steryl esters of polyunsaturated fatty acids. Journal of the American Oil Chemists' Society 76: 713-716).
In einer Reihe weiterer Veröffentlichungen wird die Synthese von kurzkettigen Carbonsäure- steroidestern sowie von langkettigen Sterylestern in organischen Lösungsmitteln, zum Teil unter Verwendung von Molekularsieb im Reaktionsansatz zur Entfernung des gebildeten Wassers oder Alkohols beschrieben (Haraldsson, G. G., 1992. The application of lipases in organic synthesis. In: Supplement B: The chemistry of acid derivatives, Vol. 2 [Patai, S., Ed.] S. 1395-1473, John Wiley, Chichester; Kazlauskas, R. J. und Bornscheuer, U. T., 1998. Biotransformations with lipases, in: Biotechnology [Rehm, H.-J. und Reed, G., Eds) 2nd edition, Vol. 8a: Biotransformations, S. 37-191, Wiley-VCH, Weinheim; Riva, S. und Klibanov, A. M., 1988. Enzymochemical regioselective oxidation of steroids without oxidoreductases, Journal of the American Chemical Society 110: 3291; Riva, S., Bovara, R., Ottolina, G., Secundo, F. und Carrea, G., 1989. Regioselective acylation of bile acid derivatives with Candida cylindracea lipase in anhydrous benzene. Journal of Organic Chemistry 54: 3161-3164; Faber, K. und Riva, S., 1992. Enzyme-catalyzed irreversible acyl transfer. Synthesis, 895-910).A number of other publications describe the synthesis of short-chain carboxylic acid steroid esters and of long-chain steryl esters in organic solvents, in some cases using molecular sieves in the reaction mixture to remove the water or alcohol formed (Haraldsson, GG, 1992. The application of lipases in organic In: Supplement B: The chemistry of acid derivatives, Vol. 2 [Patai, S., Ed.] pp. 1395-1473, John Wiley, Chichester; Kazlauskas, RJ and Bornscheuer, UT, 1998. Biotransformations with lipases, in: Biotechnology [Rehm H.-J., and Reed, G., Eds) 2 nd edition, Vol 8a: Biotransformations, pp 37-191, Wiley-VCH, Weinheim;. Riva, S. and Klibanov, AM, 1988. Enzymochemical regioselective oxidation of steroids without oxidoreductases, Journal of the American Chemical Society 110: 3291; Riva, S., Bovara, R., Ottolina, G., Secundo, F. and Carrea, G., 1989. Regioselective acylation of bile acid derivatives with Candida cylindracea lipase in anhydrous benzene. Journal of Organic Chemistry 54: 3161-3164; Faber, K. and Riva, S., 1992. Enzyme-catalyzed irreversible acyl transfer. Synthesis, 895-910).
Lipase-katalysierte Veresterungs- und Umesterungsreaktionen im Vakuum zur Entfernung der flüchtigen Reaktionsprodukte sind zur Herstellung von verschiedenen Esterverbindungen bereits eingesetzt worden. Auf diese Weise wurden zum Beispiel folgende Verbindungen hergestellt: Alkylester von Fettsäuren (Miller, C., Austin, H., Posorske, L. und Gonzalez, J., 1988. Characteristics of an immobilized lipase for the commercial synthesis of esters. Journal of the American Oil Chemists' Society 65: 927-931), 1,3-Diglyceride (Rosu, R., Yasui, M., Iwasaki, Y. und Yamane, T., 1999. Enzymatic synthesis of symmetrical 1,3-diacylglycerols by direct esterification of glycerol in solvent-free system. Journal of the American Oil Chemists' Society 76: 839-843), strukturierte Triglyceride (Han, J. J. und Yamane, T., 1999. Enhancement of both reaction yield and rate of synthesis of structured triacylglycerol containing eicosapentaenoic acid under vacuum with water activity control. Lipids 34: 989-995) und Thioester von Fettsäuren (Weber, N., Klein, E. und Mukherjee, K. D., 1999. Enzymatisches Verfahren zur Herstellung von Carbonsäure-thioestern. Ger. Patent Application 199 05 962 A1; Weber, N., Klein, E., Mukherjee, K. D. und Vosmann, K., 1999. Enzymatisches Verfahren zur Herstellung sterisch einheitlicher ungesättigter Carbonsäure-thioester und isomerer gesättigter S-Alkylcarbonsäure- thioester. Ger. Patent Application 199 36 549 A1).Lipase-catalyzed esterification and transesterification reactions in vacuo to remove the volatile reaction products are already used to produce various ester compounds been used. For example, the following connections were made in this way: Alkyl esters of fatty acids (Miller, C., Austin, H., Posorske, L. and Gonzalez, J., 1988. Characteristics of an immobilized lipase for the commercial synthesis of esters. Journal of the American Oil Chemists' Society 65: 927-931), 1,3-diglycerides (Rosu, R., Yasui, M., Iwasaki, Y. and Yamane, T., 1999. Enzymatic synthesis of symmetrical 1,3-diacylglycerols by direct esterification of glycerol in solvent-free system. Journal of the American Oil Chemists' Society 76: 839-843), structured triglycerides (Han, J.J. and Yamane, T., 1999. Enhancement of both reaction yield and rate of synthesis of structured triacylglycerol containing eicosapentaenoic acid under vacuum with water activity control. Lipids 34: 989-995) and thioesters of fatty acids (Weber, N., Klein, E. and Mukherjee, K.D., 1999. Enzymatic process for the production of Carboxylic acid thioesters. Ger. Patent Application 199 05 962 A1; Weber, N., Klein, E., Mukherjee, K.D. and Vosmann, K., 1999. Enzymatic process for the preparation of steric uniform unsaturated carboxylic acid thioester and isomeric saturated S-alkylcarboxylic acid thioester. Ger. Patent Application 199 36 549 A1).
Im Unterschied zu den bekannten, oben erwähnten Verfahren werden die im folgenden ausführlich beschriebenen enzymatischen Synthesen ohne Lösungsmittel und ohne Molekularsieb oder andere Trockenmittel im Reaktionsgemisch durchgeführt. Vielmehr werden die Gemische der Reaktionspartner, d. s. Carbonsäuren oder Carbonsäureester und Sterine oder deren kurzkettige Ester, enzymkatalytisch in Gegenwart von Lipasen umgesetzt und das entstandene Wasser bzw. entstandene kurzkettige Alkohole, Säuren oder Ester im Vakuum aus dem Reaktionsgemisch entfernt. Über diese lipase-katalysierten Veresterungs- und Umesterungsreaktionen unter Vakuum zur Herstellung von Carbonsäure-sterylestern ist bisher nichts bekannt.In contrast to the known methods mentioned above, the following are enzymatic syntheses described in detail without solvents and without Molecular sieve or other desiccant carried out in the reaction mixture. Rather be the mixtures of the reactants, d. s. Carboxylic acids or carboxylic acid esters and sterols or their short-chain esters, enzyme-catalyzed in the presence of lipases and that water or short-chain alcohols, acids or esters formed in a vacuum removed the reaction mixture. About this lipase-catalyzed esterification and Transesterification reactions under vacuum for the preparation of carboxylic acid sterylesters has so far been nothing known.
Veresterung: R1-CO-OH + R2-OH ⇄ R1-CO-OR2 + H2OEsterification: R 1 -CO-OH + R 2 -OH ⇄ R 1 -CO-OR 2 + H 2 O
Umesterung:
R1-CO-OR3 + R2-OH ⇄ R1-CO-OR2 + R3OH
R1-CO-OH + R2O-CO-R4 ⇄ R1-CO-OR2 + R4-CO-OH
R1-CO-OR3 + R2O-CO-R4 ⇄ R1-CO-OR2 + R4-CO-OR3
wobei R1 beispielsweise Alkylreste mit 2 bis 30 Kohlenstoffatomen und R2 Steryl-Reste
darstellen, während es sich bei R3 vorzugsweise um kurzkettige Alkylreste und bei R4 um
kurzkettige Acylreste mit 1 bis 6 Kohlenstoffatomen handeltTransesterification:
R 1 -CO-OR 3 + R 2 -OH ⇄ R 1 -CO-OR 2 + R 3 OH
R 1 -CO-OH + R 2 O-CO-R 4 ⇄ R 1 -CO-OR 2 + R 4 -CO-OH
R 1 -CO-OR 3 + R 2 O-CO-R 4 ⇄ R 1 -CO-OR 2 + R 4 -CO-OR 3
where R 1 is, for example, alkyl radicals with 2 to 30 carbon atoms and R 2 is steryl radicals, while R 3 is preferably short-chain alkyl radicals and R 4 is short-chain acyl radicals with 1 to 6 carbon atoms
Zur Herstellung von Carbonsäure-sterylestern werden vor allem gesättigte und ungesättigte Sterine, wie z. B. Sitostanol (Stigmastanol), α-Cholestan-3β-ol (Dihyrocholesterin), Sitosterin (β- Sitosterin), Cholesterin, Ergosterin und 7-Dehydrocholesterin sowie Sterine mit weiteren Alkyl- Gruppen, wie z. B. Lanosterin und Dihydrolanosterin, oder Sterine mit weiteren Hydroxy- Gruppen oder anderen funktionellen Gruppen, wie z. B. 5α-Androstan-3β,17β-diol, 5α-Pregnan- 3β-ol-20-on, 5-Pregnen-3β-ol-20-on sowie Cholsäure, Desoxycholsäure und andere Gallensäuren, eingesetzt.For the production of carboxylic acid sterylesters, saturated and unsaturated are used Sterols such as B. sitostanol (stigmastanol), α-cholestan-3β-ol (dihyrocholesterol), sitosterol (β- Sitosterol), cholesterol, ergosterol and 7-dehydrocholesterol as well as sterols with other alkyl Groups such as B. lanosterol and dihydrolanosterol, or sterols with other hydroxy Groups or other functional groups, such as. B. 5α-androstane-3β, 17β-diol, 5α-Pregnan- 3β-ol-20-one, 5-Pregnen-3β-ol-20-one and cholic acid, deoxycholic acid and others Bile acids used.
Das Verfahren ist anwendbar auf eine große Anzahl von Carbonsäuren sowie Di- und Polycarbonsäuren mit linearer, verzweigtkettiger und cyclischer Struktur der Kettenlängen C2 bis C30. Als Carbonsäuren werden zum Beispiel langkettige gesättigte und ungesättigte aliphatische Carbonsäuren wie Laurinsäure, Palmitinsäure, Ölsäure und Linolsäure oder auch solche mit aromatischen Resten wie Zimtsäure und Dihydrozimtsäure verwendet. Auch verzweigtkettige und cyclische aliphatische Carbonsäuren, beispielsweise Isostearinsäure und Cyclopentenylfettsäuren, werden als Reaktionspartner eingesetzt. Ferner werden aliphatische Di- und Polycarbonsäuren, wie z. B. Glutar-, Kork- und 1,12-Dodecandisäure oder Tricarballylsäure, mit Sterinen in Gegenwart von Lipasen in Di- und Polycarbonsäure-sterylester bzw. deren Partialester umgewandelt.The process is applicable to a large number of carboxylic acids and also di- and polycarboxylic acids with a linear, branched-chain and cyclic structure of chain lengths C 2 to C 30 . For example, long-chain saturated and unsaturated aliphatic carboxylic acids such as lauric acid, palmitic acid, oleic acid and linoleic acid or also those with aromatic residues such as cinnamic acid and dihydrocinnamic acid are used as carboxylic acids. Branched-chain and cyclic aliphatic carboxylic acids, for example isostearic acid and cyclopentenyl fatty acids, are also used as reactants. Furthermore, aliphatic di- and polycarboxylic acids, such as. B. glutaric, cork and 1,12-dodecanedioic acid or tricarballylic acid, converted with sterols in the presence of lipases into di- and polycarboxylic acid sterylesters or their partial esters.
Als Carbonsäureester, die für die Synthese von Carbonsäure-sterylestern Verwendung finden,
dienen vor allem Ester der oben genannten linearen, verzweigtkettigen oder cyclischen
gesättigten und ungesättigten aliphatischen Carbonsäuren oder Di- und Polycarbonsäuren, wie
z. B. Ester von Myristinsäure, Stearinsäure, Ölsäure, Linolsäure, Isostearinsäure,
Dihydrozimtsäure, 1,8-Octandisäure (Korksäure) oder Tricarballylsäure, mit einem kurzkettigen
linearen oder verzweigtkettigen Alkohol der Kettenlänge C1 bis C6. Auch andere
Carbonsäureester, vor allem Triacylglycerine (Triglyceride) wie z. B. Triacetin, Tripropanoin,
Tricaproin und Triolein, aber auch Kohlensäureester wie z. B. Dimethyl- und Diethyl-carbonat
sowie kurzkettige Alkylcholesteryl-carbonate werden als Acyldonoren bei der Umesterung
eingesetzt. Natürliche Triglyceride von Fetten und Ölen, z. B. Rindertalg oder Rapsöl,
Sonnenblumenöl und Sojaöl, können ebenfalls für die Umesterung mit Sterinen eingesetzt
werden. Insbesondere eignen sich kurzkettige Triglyceride wie z. B. Triacetin und Tripropanoin
zur Herstellung von Carbonsäure-sterylestern (Carbonsäure-steroidestern) mit kurzen (C2 bis C8)
Acyl-Resten, die zum Beispiel für pharmazeutische Zwecke von Interesse sind:
As carboxylic acid esters, which are used for the synthesis of carboxylic acid steryl esters, mainly esters of the above-mentioned linear, branched or cyclic saturated and unsaturated aliphatic carboxylic acids or di- and polycarboxylic acids, such as. B. esters of myristic acid, stearic acid, oleic acid, linoleic acid, isostearic acid, dihydrocinnamic acid, 1,8-octanedioic acid (suberic acid) or tricarballylic acid, with a short-chain linear or branched chain alcohol of chain length C 1 to C 6 . Other carboxylic acid esters, especially triacylglycerols (triglycerides) such as. As triacetin, tripropanoin, tricaproin and triolein, but also carbonic acid esters such as. B. dimethyl and diethyl carbonate and short-chain alkyl cholesteryl carbonates are used as acyl donors in the transesterification. Natural triglycerides of fats and oils, e.g. B. beef tallow or rapeseed oil, sunflower oil and soybean oil can also be used for the transesterification with sterols. Short-chain triglycerides such as. B. triacetin and tripropanoin for the preparation of carboxylic acid sterylesters (carboxylic acid steroid esters) with short (C 2 to C 8 ) acyl residues, which are of interest, for example, for pharmaceutical purposes:
wobei R1 beispielsweise Alkylreste mit 1 bis 30 Kohlenstoffatomen, R2 Steryl-Reste und R3 Wasserstoffatome oder kurzkettige Acylreste mit 1 bis 6 Kohlenstoffatomen darstellen where R 1 is, for example, alkyl radicals having 1 to 30 carbon atoms, R 2 steryl radicals and R 3 are hydrogen atoms or short-chain acyl radicals having 1 to 6 carbon atoms
Die Umesterung (Alkoholyse) von Triglyceriden mit Hydroxy-Gruppen von Sterinen benötigt im Gegensatz zur oben beschriebenen Veresterung von Carbonsäuren oder Umesterung von Carbonsäureestern grundsätzlich kein Vakuum, da kein Wasser bzw. kurzkettiger Alkohol gebildet wird. Dennoch erhöht sich auch hier die Ausbeute, wenn die Reaktion im Vakuum durchgeführt wird.The transesterification (alcoholysis) of triglycerides with hydroxy groups of sterols is required in contrast to the esterification of carboxylic acids or transesterification of Carboxylic acid esters basically no vacuum, since no water or short-chain alcohol is formed. Nevertheless, here too the yield increases when the reaction is in vacuo is carried out.
Für die Herstellung der Carbonsäure-sterylester können alle bekannten Lipasen als Enzym katalysatoren verwendet werden, vor allem Lipasen aus Mikroorganismen, wie z. B. aus Rhizopus arrhizus, Candida antarctica, Candida rugosa (= C. cylindracea), Rhizomucor miehei und Geotrichum candidum, Pankreaslipase aus verschiedenen Tierspezies sowie Lipasen aus Pflanzen, wie z. B. Papaya, Raps, Rizinus, Reis, Vernonia und Ananas.All known lipases can be used as enzymes for the production of the carboxylic acid sterylester catalysts are used, especially lipases from microorganisms, such as. B. from Rhizopus arrhizus, Candida antarctica, Candida rugosa (= C. cylindracea), Rhizomucor miehei and Geotrichum candidum, pancreatic lipase from various animal species and lipases Plants such as B. papaya, rapeseed, castor, rice, vernonia and pineapple.
Die lipase-katalysierten Synthesen von Carbonsäure-sterylestern können bei unterschiedlichen Reaktionsbedingungen durchgeführt werden, die insbesondere von den ausgewählten Lipasen abhängen. Im allgemeinen werden Temperaturen zwischen 10 und 100°C angewendet, bevorzugt solche zwischen 30 und 80°C. Die molaren Verhältnisse zwischen den Reaktionspartnern, d. s. Carbonsäuren oder Carbonsäureester und Sterine oder deren kurzkettige Ester, sowie die Anteile der zugesetzten Lipasen unterliegen keinen Einschränkungen. Die Reaktionszeit ist ebenfalls nicht beschränkt. Rühren des Reaktionsgemisches und Erhöhung der Lipasemenge im Versuchsansatz steigern die Reaktionsgeschwindigkeit und beschleunigen die Bildung der Carbonsäure-sterylester. Wiederholte Verwendung der in einem Reaktionsansatz benutzten Lipase in einem neuen Ansatz ist ohne nennenswerten Leistungsverlust des Biokatalysators möglich.The lipase-catalyzed syntheses of carboxylic acid sterylesters can be used in different Reaction conditions are carried out, in particular by the selected lipases depend. In general, temperatures between 10 and 100 ° C are used, preferred those between 30 and 80 ° C. The molar ratios between the reactants, i.e. s. Carboxylic acids or carboxylic acid esters and sterols or their short-chain esters, and the proportions the added lipases are not subject to any restrictions. The response time is also not limited. Stir the reaction mixture and increase the amount of lipase in the Experimental approach increase the reaction rate and accelerate the formation of Carboxylic acid ester. Repeated use of those used in a reaction approach Lipase in a new approach is without significant loss of performance of the biocatalyst possible.
Unterdrücke zwischen 900 mbar und 0,1 mbar können für die Reaktion verwendet werden; üblicherweise werden Drücke zwischen 200 mbar und 10 mbar eingehalten.Pressures between 900 mbar and 0.1 mbar can be used for the reaction; Pressures between 200 mbar and 10 mbar are usually maintained.
Die Reinigung der Carbonsäure-sterylester kann auf unterschiedliche Weise erfolgen. Nach der Umsetzung wird der Enzymkatalysator durch Zentrifugation, Filtration oder Extraktion mit einem organischen, vorzugsweise apolaren Lösungsmittel vom Reaktionsgemisch abgetrennt. Das Reaktionsgemisch wird entweder direkt verwendet oder an einer kurzen Säule gepackt mit einem Sorbens, vorzugsweise Kieselgel, adsorbiert. Durch Elution mit Gemischen apolarer und wenig polarer, aprotischer organischer Lösungsmittel, z. B. iso-Hexan/Diethylether-Gemischen, werden die Carbonsäure-sterylester anschließend von nicht umgesetzten Carbonsäuren bzw. Carbonsäureestern sowie Sterinen abgetrennt.The carboxylic acid steryl esters can be purified in different ways. To the reaction is carried out with the enzyme catalyst by centrifugation, filtration or extraction an organic, preferably apolar solvent is separated from the reaction mixture. The reaction mixture is either used directly or packed on a short column a sorbent, preferably silica gel. By elution with apolar and less polar, aprotic organic solvents, e.g. B. iso-hexane / diethyl ether mixtures, the carboxylic acid sterylesters are then converted from unreacted carboxylic acids or Carboxylic acid esters and sterols separated.
Durch Umsetzung stöchiometrischer Mengen von Carbonsäuren oder Carbonsäureestern und Sterinen lassen sich bei hohen Umsätzen Carbonsäure-sterylester hoher Reinheit (< 90%) auch ohne aufwendige Reinigung der Reaktionsprodukte gewinnen. By reacting stoichiometric amounts of carboxylic acids or carboxylic acid esters and Sterols can also be converted into high purity carbonic acid esters with high purity (<90%) win without complex cleaning of the reaction products.
Im folgenden werden verschiedene Ausführungsbeispiele gegeben für die Herstellung von Carbonsäure-sterylestern, die in beheizbaren Rührgefäßen unter Vakuum durchgeführt wird:Various exemplary embodiments are given below for the production of Carboxylic acid ester, which is carried out in heated stirred vessels under vacuum:
Sterin: Sitostanol 41,7 mg (0,1 mmol)
Carbonsäure: Ölsäure 84,7 mg (0,3 mmol)
Lipase: Candida rugosa-Lipase, immobilisiert, 50 mg
Temperatur: 40°C
Druck: 50 mbar
Dauer: 4 Std.
Aufarbeitung: Nach der Umsetzung wird der Enzymkatalysator vom Reaktionsgemisch
durch zweimalige Extraktion mit je 3 mL Diethylether und anschließende
Zentrifugation abgetrennt. Das Lösungsmittel wird verdampft, das
Reaktionsgemisch in 1 mL iso-Hexan/Diethylether (9 : 1, v/v) gelöst und an
einer kurzen Säule (20 × 1 cm i. D.) gepackt mit Kieselgel in iso-Hexan
adsorbiert. Die Elution mit 20 mL iso-Hexan/Diethylether (95 : 5, v/v)
ergibt 60,5 mg Ölsäure-sitostanylester. Durch anschließende Elution mit 20 mL
iso-Hexan/Diethylether (1 : 1, v/v) werden überschüssige Ölsäure und
nicht umgesetztes Sitostanol zurückgewonnen.
Analyse: Die Analyse des Produktes erfolgt durch GC wie in Beispiel 2 beschrieben.
Umsatz (GC): 95% Ölsäure-sitostanylester (bezogen auf Sitostanol)
Reinheit (GC): < 95%
Schmelzbereich: 44-45°CSterol: Sitostanol 41.7 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid: oleic acid 84.7 mg (0.3 mmol)
Lipase: Candida rugosa lipase, immobilized, 50 mg
Temperature: 40 ° C
Pressure: 50 mbar
Duration: 4 hours
Work-up: After the reaction, the enzyme catalyst is separated from the reaction mixture by extraction twice with 3 ml of diethyl ether and subsequent centrifugation. The solvent is evaporated, the reaction mixture is dissolved in 1 mL iso-hexane / diethyl ether (9: 1, v / v) and adsorbed on a short column (20 × 1 cm ID) with silica gel in iso-hexane. Elution with 20 mL iso-hexane / diethyl ether (95: 5, v / v) gives 60.5 mg of oleic acid sitostanyl ester. Subsequent elution with 20 mL iso-hexane / diethyl ether (1: 1, v / v), excess oleic acid and unreacted sitostanol are recovered.
Analysis: The analysis of the product is carried out by GC as described in Example 2.
Conversion (GC): 95% oleic acid sitostanyl ester (based on sitostanol)
Purity (GC): <95%
Melting range: 44-45 ° C
Anteile der Reaktionsgemische, gelöst in iso-Hexan/Diethylether, werden auf Kieselgel- Dünnschichtplatten (0,3 mm Schichtdicke) punkt- oder strichförmig aufgetragen. Die Platten werden in einem Gemisch von iso-Hexan/Diethylether (95 : 5, v/v) entwickelt und die verschiedenen Verbindungen des Reaktionsansatzes getrennt. Durch Besprühen der Platten mit einer wässrigen Schwefelsäure-Lösung und anschließendes Erhitzen oder durch Bedampfen mit Jod werden die unterschiedlichen Verbindungen dann sichtbar gemacht. Die Identifizierung der einzelnen Verbindungsklassen erfolgt durch Vergleich mit bekannten Standards. Die folgenden Rf-Werte werden für die verschiedenen Verbindungsklassen im Reaktionsgemisch unter Verwendung des obigen Laufmittels gefunden: Carbonsäure-sterylester 0,6-0,7; Fettsäure- methylester 0,4-0,5; Triglyceride 0,3-0,35; Sterine 0,1-0,15; freie Fettsäuren und andere Carbonsäuren < 0,1. Kieselgel-Dünnschichtplatten, auf denen Reaktionsgemische mit 5a- Pregnan-3β-ol-20-on- und 5-Pregnen-3β-ol-20-on-propionaten sowie mit Dicarbonsäure- sterylestern oder Kohlensäure-sterylestern getrennt werden, entwickelt man in einem Gemisch von iso-Hexan/Diethylether (80 : 20, v/v); Rf-Werte: 5α-Pregnan-3β-ol-20-on- und 5-Pregnen- 3β-ol-20-on-propionate 0,20-0,25; Tripropionin 0,15-0,20; Dicarbonsäure-methylcholesterylester 0,45-0,55; Dicarbonsäure-dicholesterylester 0,70-0,80; Dicarbonsäure-dimethylester 0,30-0,40; Dicarbonsäuren < 0,1; Ethylcholesteryl-carbonat 0,60-0,65; Oleylcholesteryl-carbonat 0,75-0,80.Portions of the reaction mixtures, dissolved in iso-hexane / diethyl ether, are placed on silica gel Thin-layer boards (0.3 mm layer thickness) applied in a dot or line. The plates are developed in a mixture of iso-hexane / diethyl ether (95: 5, v / v) and the different compounds of the reaction mixture separated. By spraying the plates with an aqueous sulfuric acid solution and then heating or by steaming with The different compounds are then made visible to iodine. The identification of the individual connection classes are made by comparison with known standards. The following Rf values are given for the different classes of compounds in the reaction mixture Found use of the above eluent: carboxylic acid steryl ester 0.6-0.7; Fatty acid- methyl ester 0.4-0.5; Triglycerides 0.3-0.35; Sterols 0.1-0.15; free fatty acids and others Carboxylic acids <0.1. Silica gel thin-layer plates on which reaction mixtures with 5a- Pregnan-3β-ol-20-one and 5-Pregnen-3β-ol-20-one-propionates and with dicarboxylic acid steryl esters or carbonic acid sterylesters are separated, developed in a mixture of iso-hexane / diethyl ether (80:20, v / v); Rf values: 5α-Pregnan-3β-ol-20-one and 5-Pregnen- 3β-ol-20-one-propionate 0.20-0.25; Tripropionin 0.15-0.20; Dicarboxylic acid methyl cholesteryl ester 0.45-0.55; Dicarboxylic acid dicholesteryl ester 0.70-0.80; Dimethyl dicarboxylic acid 0.30-0.40; Dicarboxylic acids <0.1; Ethyl cholesteryl carbonate 0.60-0.65; Oleyl cholesteryl carbonate 0.75-0.80.
Anteile der Reaktionsgemische werden in Diethylether suspendiert und die Lipasekatalysatoren durch Zentrifugation und anschließende Filtration durch ein Spritzenfilter (Porengröße 0,35 µm) abgetrennt. Freie Carbonsäuren im Reaktionsgemisch werden durch Derivatisierung mit Diazomethan in die entsprechenden Methylester überführt. Das resultierende Gemisch aus Carbonsäure-methylestern, nicht umgesetzten Sterinen und Carbonsäure- sterylestern wird gaschromatographisch analysiert. Die Trennung an einer 15 m × 0,25 mm i. D. Quadrex 400-1HT Kapillarsäule (Wasserstoff als Trägergas mit einer linearen Strömungs geschwindigkeit von 25-35 cm/sec; Temperaturprogramm: 160°C [2 min isotherm] gefolgt von einem linearen Temperaturanstieg von 160 bis 180°C mit 5°C/min, anschließend mit 20°C/min auf 410°C [10 min isotherm]) liefert für die verschiedenen Verbindungen der Reaktionsgemische beispielsweise folgende Retentionszeiten (Rt): Laurinsäure-methylester (0,8 min); Myristinsäure- methylester (0,9 min); Dihydrozimtsäure-ethylester (1,0 min); Stearinsäure-methylester (1,9 min); Ölsäure-methylester (1,8 min), Linolsäure-methylester (1,7 min); Korksäure-dimethylester (1,8-Octandicarbonsäure-dimethylester, 0,9 min); 1,12-Dodecandicarbonsäure-dimethylester (1,0 min); 9-Octadecendicarbonsäure-dimethylester (3,1 min); Tripropanoin (0,8 min); Tributyrin (1,1 min); Cholesterin (8,9 min); Sitosterin (9,7 min); Stigmasterin (9,2 min); Ergosterin (8,9 min); 7-Dehydrocholesterin (8,8 min); Lanosterin (9,5 min); Dihydrolanosterin (9,3 min); α-Cholestan-3β-ol (Dihydrocholesterin) (8,8 min); Sitostanol (9,6 min); Epicoprostanol (8,6 min); 5α-Pregnan-3β-ol-20-on (5,6 min); 5-Pregnen-3β-ol-20-on (5,7 min); Buttersäure- cholesterylester (10,0 min); Laurinsäure-cholesterylester (12,5 min); Myristinsäure- cholesterylester (12,9 min); Stearinsäure-cholesterylester (13,8 min); Ölsäure-cholesterylester (13,9 min); Ölsäure-cholestanylester (14,0 min); Ölsäure-sitostanylester (14,3 min); Linolsäure- sitostanylester (14,3 min); Ölsäure-ergosterylester (14,0 min); Ölsäure-7-dehydrocholesterylester (13,9 min); Ölsäure-lanosterylester (14,2 min); Ölsäure-dihydrolanosterylester (14,1 min); 5α-Pregnan-3β-ol-20-on-propionat (7,7 min); 5-Pregnen-3β-ol-20-on-propionat (7,7 min); Ethylcholesteryl-carbonat (10,0 min); Korksäure-methylcholesteryldiester (1,8- Octandicarbonsäure-methylcholesteryldiester, 12,0 min); 1,12-Dodecandicarbonsäure- methylcholesteryldiester (12,8 min); 9-Octadecen-1,18-dicarbonsäure-methylcholesteryldiester (14,1 min).Portions of the reaction mixtures are suspended in diethyl ether and the Lipase catalysts by centrifugation and subsequent filtration through a syringe filter (Pore size 0.35 µm) separated. Free carboxylic acids in the reaction mixture are by Derivatization with diazomethane converted into the corresponding methyl ester. The resulting Mixture of carboxylic acid methyl esters, unreacted sterols and carboxylic acid steryl esters are analyzed by gas chromatography. The separation on a 15 m × 0.25 mm i. D. Quadrex 400-1HT capillary column (hydrogen as a carrier gas with a linear flow speed of 25-35 cm / sec; Temperature program: 160 ° C [2 min isothermal] followed by a linear temperature increase from 160 to 180 ° C at 5 ° C / min, then at 20 ° C / min to 410 ° C [10 min isothermal]) provides for the different compounds of the reaction mixtures for example the following retention times (Rt): methyl laurate (0.8 min); Myristic acid methyl ester (0.9 min); Ethyl dihydrocinnamic acid (1.0 min); Methyl stearate (1.9 min); Oleic acid methyl ester (1.8 min), linoleic acid methyl ester (1.7 min); Dimethyl coric acid (Dimethyl 1,8-octanedicarboxylate, 0.9 min); Dimethyl 1,12-dodecanedicarboxylate (1.0 min); 9-octadecenedicarboxylic acid dimethyl ester (3.1 min); Tripropanoin (0.8 min); Tributyrin (1.1 min); Cholesterol (8.9 min); Sitosterol (9.7 min); Stigmaster (9.2 min); Ergosterol (8.9 min); 7-dehydrocholesterol (8.8 min); Lanosterol (9.5 min); Dihydrolanosterol (9.3 min); α-cholestan-3β-ol (dihydrocholesterol) (8.8 min); Sitostanol (9.6 min); Epicoprostanol (8.6 min); 5α-Pregnan-3β-ol-20-one (5.6 min); 5-Pregnen-3β-ol-20-one (5.7 min); Butyric acid cholesteryl ester (10.0 min); Cholesteryl laurate (12.5 min); Myristic acid cholesteryl ester (12.9 min); Cholesteryl stearic acid (13.8 min); Oleic acid cholesteryl ester (13.9 min); Oleic acid cholestanyl ester (14.0 min); Oleic acid sitostanyl ester (14.3 min); Linoleic acid sitostanyl ester (14.3 min); Oleic acid ergosterylester (14.0 min); Oleic acid 7-dehydrocholesteryl ester (13.9 min); Oleic acid lanosteryl ester (14.2 min); Oleic acid dihydrolanosteryl ester (14.1 min); 5α-Pregnan-3β-ol-20-one-propionate (7.7 min); 5-pregnen-3β-ol-20-one-propionate (7.7 min); Ethyl cholesteryl carbonate (10.0 min); Korkäure-methylcholesteryldiester (1,8- Octanedicarboxylic acid methylcholesteryl diester, 12.0 min); 1,12-dodecanedicarboxylic acid methyl cholesteryl diester (12.8 min); 9-octadecen-1,18-dicarboxylic acid methylcholesteryl diester (14.1 min).
Der Umsatz der lipase-katalysierten Umesterung von Ethylcholesteryl-carbonat mit Oleylalkohol wird durch RP-HPLC bestimmt. Anteile des Reaktionsgemisches werden in Aceton suspendiert und der Lipasekatalysator durch Zentrifugation und anschließende Filtration durch ein Spritzenfilter (Porengröße 0,35 µm) abgetrennt. Die resultierende Lösung, bestehend aus Ethylcholesteryl-carbonat, Oleylalkohol und Oleyl-cholesterylcarbonat wird mit Hilfe von HPLC an einer C18-Umkehrphasensäule analysiert. Zur Probenaufgabe wird ein Rheodyne Injector mit 20 µL Probenschleife verwendet. Die Trennung erfolgt an einer 250 × 4 mm Hibar RP-18 Säule, gepackt mit 10 µm LiChrospher 100 (Merck AG, Darmstadt), mit Acetonitril/Aceton (25 : 75, v/v) als Eluent bei einer Flussrate von 1 mL/min. Die Detektion erfolgt mit einem Lichtstreuungsdetektor. Folgende Retentionszeiten werden unter diesen Bedingungen gemessen: Oleylalkohol (3,8 min); Ethylcholesteryl-carbonat (7,3 min); Oleyl-cholesterylcarbonat (22,1 min). The conversion of the lipase-catalyzed transesterification of ethyl cholesteryl carbonate with oleyl alcohol is determined by RP-HPLC. Portions of the reaction mixture are suspended in acetone and the lipase catalyst is separated off by centrifugation and subsequent filtration through a syringe filter (pore size 0.35 μm). The resulting solution, consisting of ethyl cholesteryl carbonate, oleyl alcohol and oleyl cholesteryl carbonate, is analyzed using HPLC on a C 18 reverse phase column. A Rheodyne Injector with 20 µL sample loop is used for sample application. The separation takes place on a 250 × 4 mm Hibar RP-18 column, packed with 10 µm LiChrospher 100 (Merck AG, Darmstadt), with acetonitrile / acetone (25: 75, v / v) as eluent at a flow rate of 1 mL / min. The detection is carried out with a light scattering detector. The following retention times are measured under these conditions: oleyl alcohol (3.8 min); Ethyl cholesteryl carbonate (7.3 min); Oleyl cholesteryl carbonate (22.1 min).
In gleicher Weise wird der Umsatz der lipase-katalysierten Umesterung von 1,8- Octandicarbonsäure-dimethylester mit Cholesterin durch RP-HPLC bestimmt. Die Trennung erfolgt an einer 250 × 4 mm Hibar RP-18 Säule, gepackt mit 10 µm LiChrospher 100 (Merck AG, Darmstadt), bei einer Flussrate von 1 mL/min. Die Elution beginnt mit Acetonitril/Aceton (25 : 75, v/v) für 15 min, danach erfolgt ein linearer Anstieg der Aceton-Konzentration innerhalb von 5 min bis zu einem Verhältnis Acetonitril/Aceton (1 : 9, v/v), das für weitere 30 min beibehalten wird. Die Detektion erfolgt mit einem Lichtstreuungsdetektor. Folgende Retentionszeiten werden unter diesen Bedingungen gemessen: 1,8-Octandicarbonsäure- dimethylester (2,1 min); Cholesterin (13,1 min); 1,8-Octandicarbonsäure- methylcholesteryldiester (7,1 min); 1,8-Octandicarbonsäure-dicholesteryldiester (36,1 min). In the same way, the turnover of the lipase-catalyzed transesterification of 1.8 Octanedicarboxylic acid dimethyl ester with cholesterol determined by RP-HPLC. The separation takes place on a 250 × 4 mm Hibar RP-18 column, packed with 10 µm LiChrospher 100 (Merck AG, Darmstadt), at a flow rate of 1 mL / min. Elution begins with acetonitrile / acetone (25: 75, v / v) for 15 min, then there is a linear increase in the acetone concentration within from 5 min to a ratio of acetonitrile / acetone (1: 9, v / v), which for a further 30 min is maintained. The detection is carried out with a light scattering detector. The following Retention times are measured under these conditions: 1,8-octanedicarboxylic acid dimethyl ester (2.1 min); Cholesterol (13.1 min); 1,8-octanedicarboxylic acid methyl cholesteryl diester (7.1 min); 1,8-octanedicarboxylic acid dicholesteryl diester (36.1 min).
Sterin: Cholesterin 38,7 mg (0,1 mmol)
Carbonsäureester: Stearinsäure-methylester 89,6 mg (0,3 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei-Lipase, immobilisiert (Lipozyme®) 50 mg
Temperatur: 80°C
Druck: 30 mbar
Dauer: 48 Std.Sterol: cholesterol 38.7 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid ester: methyl stearate 89.6 mg (0.3 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei lipase, immobilized (Lipozyme®) 50 mg
Temperature: 80 ° C
Pressure: 30 mbar
Duration: 48 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt wie in Beispiel 1, die Analyse durch GC wie in Beispiel
2 beschrieben.
Umsatz (GC): 78% Stearinsäure-cholesterylester (bezogen auf Cholesterin)
Reinheit (GC): 98%
Schmelzbereich: 83-84°CThe product is worked up as in Example 1, the analysis by GC as described in Example 2.
Turnover (GC): 78% stearic acid cholesteryl ester (based on cholesterol)
Purity (GC): 98%
Melting range: 83-84 ° C
Sterin: Ergosterin 39,7 mg (0,1 mmol)
Carbonsäure: Ölsäure 84,7 mg (0,3 mmol)
Lipase: Candida rugosa-Lipase, immobilisiert, 50 mg
Temperatur: 40°C
Druck: 30 mbar
Dauer: 24 Std.Sterol: ergosterol 39.7 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid: oleic acid 84.7 mg (0.3 mmol)
Lipase: Candida rugosa lipase, immobilized, 50 mg
Temperature: 40 ° C
Pressure: 30 mbar
Duration: 24 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt wie unter Beispiel 1, Analyse durch GC wie in Beispiel 2
beschrieben.
Umsatz (GC): 88% Ölsäure-ergosterylester (bezogen auf Ergosterin)
Reinheit (GC): 95%
Schmelzbereich: 76-77°CThe product is worked up as in Example 1, analysis by GC as described in Example 2.
Turnover (GC): 88% oleic acid ergosterylester (based on ergosterol)
Purity (GC): 95%
Melting range: 76-77 ° C
Sterin: 7-Dehydrocholesterin 38,5 mg (0,1 mmol)
Carbonsäure: Ölsäure 84,7 mg (0,3 mmol)
Lipase: Candida rugosa-Lipase, immobilisiert, 50 mg
Temperatur: 40°C
Druck: 30 mbar
Dauer: 24 Std.Sterol: 7-dehydrocholesterol 38.5 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid: oleic acid 84.7 mg (0.3 mmol)
Lipase: Candida rugosa lipase, immobilized, 50 mg
Temperature: 40 ° C
Pressure: 30 mbar
Duration: 24 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt wie in Beispiel 1, die Analyse durch GC wie in Beispiel
2 beschrieben.
Umsatz (GC): 85% Ölsäure-7-dehydrocholesterylester (bezogen auf
7-Dehydrocholesterin)
Reinheit (GC): 94%
Schmelzbereich: 69-70°CThe product is worked up as in Example 1, the analysis by GC as described in Example 2.
Sales (GC): 85% oleic acid 7-dehydrocholesteryl ester (based on 7-dehydrocholesterol)
Purity (GC): 94%
Melting range: 69-70 ° C
Sterin: Lanosterina) Sterol: Lanosterin a)
42,7 mg (0,1 mmol)
Carbonsäureester: Ölsäure-methylester 178,0 mg (0,6 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei-Lipase, immobilisiert (Lipozyme®) 100 mg
Temperatur: 80°C
Druck: 20 mbar
Dauer: 120 Std.42.7 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid ester: oleic acid methyl ester 178.0 mg (0.6 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei lipase, immobilized (Lipozyme®) 100 mg
Temperature: 80 ° C
Pressure: 20 mbar
Duration: 120 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt wie in Beispiel 1, die Analyse durch GC wie in Beispiel
2 beschrieben.
Umsatz (GC): 17% Ölsäure-lanosterylester + Ölsäure-dihydrolanosterylester (bezogen auf
Lanosterina))
Reinheit (GC): 90% Ölsäure-lanosterylester + Ölsäure-dihydrolanosterylester a) The product is worked up as in Example 1, the analysis by GC as described in Example 2.
Conversion (GC): 17% oleic acid lanosterylester + oleic acid dihydrolanosterylester (based on lanosterol a) )
Purity (GC): 90% oleic acid lanosterylester + oleic acid dihydrolanosterylester a)
a) Der Anteil an Dihydrolanosterin bzw. Dihydrolanosterylester beträgt etwa 30%. a) The proportion of dihydrolanosterol or dihydrolanosterylester is about 30%.
Sterin: Sitostanol 41,7 mg (0,1 mmol)
Carbonsäureester: Ölsäure-methylester 89,0 mg (0,3 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei-Lipase, immobilisiert (Lipozyme®) 50 mg
Temperatur: 80°C
Druck: 40 mbar
Dauer: 24 Std.Sterol: Sitostanol 41.7 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid ester: oleic acid methyl ester 89.0 mg (0.3 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei lipase, immobilized (Lipozyme®) 50 mg
Temperature: 80 ° C
Pressure: 40 mbar
Duration: 24 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt wie in Beispiel 1, die Analyse durch GC wie in Beispiel
2 beschrieben.
Umsatz (GC): 95% Ölsäure-sitostanylester (bezogen auf Sitostanol)
The product is worked up as in Example 1, the analysis by GC as described in Example 2.
Conversion (GC): 95% oleic acid sitostanyl ester (based on sitostanol)
Sterin: Sitostanol 41,7 mg (0,1 mmol)
Carbonsäureester: Trioleoylglycerin (Triolein) 132,8 mg (0,3 mequival bezogen auf sn-1,3
veresterte Ölsäure-Reste; 0,15 mmol)
Lipase: Candida rugosa-Lipase, immobilisiert, 50 mg
Temperatur: 40°C
Druck: 20 mbar
Dauer: 8 Std.Sterol: Sitostanol 41.7 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid ester: trioleoylglycerol (triolein) 132.8 mg (0.3 mequival to sn-1,3 esterified oleic acid residues; 0.15 mmol)
Lipase: Candida rugosa lipase, immobilized, 50 mg
Temperature: 40 ° C
Pressure: 20 mbar
Duration: 8 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt wie in Beispiel 1, die Analyse durch GC wie in Beispiel
2 beschrieben.
Umsatz (GC): 89% Ölsäure-sitostanylester (bezogen auf Sitostanol)The product is worked up as in Example 1, the analysis by GC as described in Example 2.
Sales (GC): 89% oleic acid sitostanyl ester (based on sitostanol)
Sterin: Sitostanol 41,7 mg (0,1 mmol)
Carbonsäureester: Trioleoylglycerin (Triolein) 132,8 mg (0,3 mequival bezogen auf sn-1,3
veresterte Ölsäure-Reste; 0,15 mmol)
Lipase: Papaya-Latex-Lipase 50 mg
Temperatur: 80°C
Druck: 20 mbar
Dauer: 48 Std.Sterol: Sitostanol 41.7 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid ester: trioleoylglycerol (triolein) 132.8 mg (0.3 mequival to sn-1,3 esterified oleic acid residues; 0.15 mmol)
Lipase: Papaya latex lipase 50 mg
Temperature: 80 ° C
Pressure: 20 mbar
Duration: 48 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt wie in Beispiel 1, die Analyse durch GC wie in Beispiel
2 beschrieben.
Umsatz (GC): 60% Ölsäure-sitostanylester (bezogen auf Sitostanol)The product is worked up as in Example 1, the analysis by GC as described in Example 2.
Turnover (GC): 60% oleic acid sitostanyl ester (based on sitostanol)
Sterin: 5-Pregnen-3β-ol-20-on 31,6 mg (0,1 mmol)
Carbonsäureester: Tripropionin 651 mg (2,5 mmol)
Lipase: Candida rugosa-Lipase, immobilisiert, 100 mg
Temperatur: 40°C
Druck: 20 mbar
Dauer: 24 Std. Sterol: 5-Pregnen-3β-ol-20-one 31.6 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid ester: tripropionin 651 mg (2.5 mmol)
Lipase: Candida rugosa lipase, immobilized, 100 mg
Temperature: 40 ° C
Pressure: 20 mbar
Duration: 24 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt durch Extraktion des Reaktionsgemisches als iso-Hexan- Lösung mit einem Methanol/Wasser-Gemisch und anschließender Säulenchromatographie:The product is worked up by extracting the reaction mixture as iso-hexane Solution with a methanol / water mixture and subsequent column chromatography:
Das Reaktionsgemisch der lipase-katalysierten Synthese von 5-Pregnen-3β-ol-20-on- propionat wird zweimal mit Diethylether extrahiert und der Lipasekatalysator durch Zentrifugation abgetrennt. Das Lösungsmittel wird abdestilliert, der Rückstand in 5 mL iso- Hexan gelöst und der überwiegende Teil des Tripropanoins durch dreimalige Extraktion mit je 3 mL Methanol/Wasser (95 : 5, v/v) entfernt. Die iso-Hexan-Phasen werden anschließend über wasserfreiem Natriumsulfat getrocknet. Das so vorgereinigte Produktgemisch wird an einer Kieselgelsäule (20 × 1 cm) wie in Beispiel 1 beschrieben getrennt.The reaction mixture of the lipase-catalyzed synthesis of 5-pregnen-3β-ol-20-one propionate is extracted twice with diethyl ether and the lipase catalyst is passed through Centrifugation separated. The solvent is distilled off, the residue in 5 mL iso- Dissolved hexane and the majority of the tripropanoin by extracting three times with 3 mL each Methanol / water (95: 5, v / v) removed. The iso-hexane phases are then over dried anhydrous sodium sulfate. The pre-cleaned product mixture is on a Silica gel column (20 × 1 cm) separated as described in Example 1.
Die Analyse erfolgt durch GC wie in Beispiel 2 beschrieben.
Umsatz (GC): 78% 5-Pregnen-3β-ol-20-on-propionat (bezogen auf 5-Pregnen-3β-ol-20-
on)
Reinheit (GC): 93%
Schmelzbereich: 122-123°CThe analysis is carried out by GC as described in Example 2.
Conversion (GC): 78% 5-Pregnen-3β-ol-20-one-propionate (based on 5-Pregnen-3β-ol-20-one)
Purity (GC): 93%
Melting range: 122-123 ° C
Sterin: Cholesterin 386,7 mg (1 mmol)
Carbonsäure: Ölsäure 282,5 mg (1 mmol)
Lipase: Candida rugosa-Lipase, immobilisiert, 500 mg
Temperatur: 40°C
Druck: 50 mbar
Dauer: 48 Std.Sterol: cholesterol 386.7 mg (1 mmol)
Carboxylic acid: oleic acid 282.5 mg (1 mmol)
Lipase: Candida rugosa lipase, immobilized, 500 mg
Temperature: 40 ° C
Pressure: 50 mbar
Duration: 48 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt durch Filtration oder Zentrifugation in der Wärme ohne
weitere Reinigungsschritte, die Analyse durch GC wie in Beispiel 2 beschrieben.
Umsatz (GC): 93% Ölsäure-cholesterylester (bezogen auf Cholesterin)
Reinheit (GC): 93%
Schmelzbereich: 48-50°CThe product is worked up by filtration or centrifugation in the heat without further purification steps, and analysis by GC as described in Example 2.
Sales (GC): 93% oleic acid cholesteryl ester (based on cholesterol)
Purity (GC): 93%
Melting range: 48-50 ° C
Sterin: Sitostanol 41,7 mg (0,1 mmol)
Carbonsäureester: Sonnenblumenölb) Sterol: Sitostanol 41.7 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid ester: sunflower oil b)
132,8 mg (0,15 mmol; 0,3 mequival bezogen auf sn-1,3
veresterte Fettsäure-Reste)
Lipase: Candida rugosa-Lipase, immobilisiert, 50 mg
Temperatur: 40°C
Druck: 30 mbar
Dauer: 24 Std.132.8 mg (0.15 mmol; 0.3 mequival based on sn-1,3 esterified fatty acid residues)
Lipase: Candida rugosa lipase, immobilized, 50 mg
Temperature: 40 ° C
Pressure: 30 mbar
Duration: 24 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt wie in Beispiel 1, die Analyse durch GC wie in Beispiel
2 beschrieben.
Umsatz (GC): 99% Fettsäure-sitostanylesterb) (bezogen auf Sitostanol)
Reinheit (GC): < 95%The product is worked up as in Example 1, the analysis by GC as described in Example 2.
Conversion (GC): 99% fatty acid sitostanyl ester b) (based on sitostanol)
Purity (GC): <95%
b) veresterte Fettsäure-Reste des Sonnenblumenöls: 8,5% Palmitinsäure-, 3,9% Stearinsäure-, 24,0% Ölsäure- und 63,4% Linolsäure-Reste b) esterified fatty acid residues of sunflower oil: 8.5% palmitic acid, 3.9% stearic acid, 24.0% oleic acid and 63.4% linoleic acid residues
Sterin: Ethylcholesterylcarbonat 45,9 mg (0,1 mmol)
Alkohol: Oleylalkohol 80,6 mg (0,3 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei-Lipase, immobilisiert (Lipozyme®) 50 mg
Temperatur: 80°C
Druck: 40 mbar
Dauer: 48 Std.Sterol: ethyl cholesteryl carbonate 45.9 mg (0.1 mmol)
Alcohol: oleyl alcohol 80.6 mg (0.3 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei lipase, immobilized (Lipozyme®) 50 mg
Temperature: 80 ° C
Pressure: 40 mbar
Duration: 48 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt wie in Beispiel 1, die Analyse durch RP-HPLC wie in
Beispiel 2 beschrieben.
Umsatz (RP-HPLC): 19% Oleyl-cholesterylcarbonat (bezogen auf Ethylcholesterylcarbonat)
Reinheit (RP-HPLC): < 95%
Schmelzbereich: 32-33°CThe product is worked up as in Example 1, the analysis by RP-HPLC as described in Example 2.
Conversion (RP-HPLC): 19% oleyl cholesteryl carbonate (based on ethyl cholesteryl carbonate)
Purity (RP-HPLC): <95%
Melting range: 32-33 ° C
Sterin: Cholesterin 38,7 mg (0,1 mmol)
Carbonsäureester: Dihydrozimtsäure-ethylester 178,2 mg (1,0 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei-Lipase, immobilisiert (Lipozyme®) 100 mg
Temperatur: 80°C
Druck: 50 mbar
Dauer: 96 Std.Sterol: cholesterol 38.7 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid ester: dihydrocinnamic acid ethyl ester 178.2 mg (1.0 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei lipase, immobilized (Lipozyme®) 100 mg
Temperature: 80 ° C
Pressure: 50 mbar
Duration: 96 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt wie in Beispiel 1, die Analyse durch GC wie in Beispiel
2 beschrieben.
Umsatz (GC): 70% Dihydrozimtsäure-cholesterylester (bezogen auf Cholesterin)
Reinheit (GC): 90%
Schmelzbereich: 111-113°CThe product is worked up as in Example 1, the analysis by GC as described in Example 2.
Turnover (GC): 70% dihydrocinnamic acid cholesteryl ester (based on cholesterol)
Purity (GC): 90%
Melting range: 111-113 ° C
Sterin: Sitostanol 41,7 mg (0,1 mmol)
Carbonsäure: Ölsäure 84,7 mg (0,3 mmol)
Lipase: Candida rugosa-Lipase, immobilisiert, 50 mg
Temperatur: 40°C
Druck: 50 mbar
Dauer: 4 Std.Sterol: Sitostanol 41.7 mg (0.1 mmol)
Carboxylic acid: oleic acid 84.7 mg (0.3 mmol)
Lipase: Candida rugosa lipase, immobilized, 50 mg
Temperature: 40 ° C
Pressure: 50 mbar
Duration: 4 hours
Die Reinigung des Produktes erfolgt durch Abtrennung der freien Fettsäure aus dem
Reaktionsgemisch ("Entsäuern"): Anteile überschüssiger freier Ölsäure werden aus dem
Reaktionsgemisch durch Entsäuern mit verdünnter wässriger Natriumcarbonat-Lösung entfernt.
Dazu wird das Reaktionsgemisch der lipase-katalysierten Synthese von Ölsäure-sitostanylester
zweimal mit Diethylether extrahiert und der Lipasekatalysator durch Zentrifugation abgetrennt.
Freie Ölsäure wird aus der Etherlösung durch dreimalige Extraktion mit je 3 mL 2%iger
Natriumcarbonat-Lösung und anschließendes Waschen mit Wasser entfernt. Die Etherphase wird
über Natriumsulfat getrocknet und ein Aliquot gaschromatographisch analysiert wie in Beispiel 2
beschrieben.
Umsatz (GC): 95% Ölsäure-sitostanylester (bezogen auf Sitostanol)
Reinheit (GC): 94% Ölsäure-sitostanylester (enthält 5% Sitostanol und < 1% Ölsäure)The product is purified by removing the free fatty acid from the reaction mixture ("deacidifying"): portions of excess free oleic acid are removed from the reaction mixture by deacidifying with dilute aqueous sodium carbonate solution. For this purpose, the reaction mixture of the lipase-catalyzed synthesis of oleic acid sitostanyl ester is extracted twice with diethyl ether and the lipase catalyst is separated off by centrifugation. Free oleic acid is removed from the ether solution by extraction three times with 3 ml of 2% sodium carbonate solution and subsequent washing with water. The ether phase is dried over sodium sulfate and an aliquot is analyzed by gas chromatography as described in Example 2.
Conversion (GC): 95% oleic acid sitostanyl ester (based on sitostanol)
Purity (GC): 94% oleic acid sitostanyl ester (contains 5% sitostanol and <1% oleic acid)
Sterin: Cholesterin 77,3 mg (0,2 mmol)
Carbonsäureester: 1,8-Octandisäure-dimethylester 1214 mg (1,2 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei-Lipase, immobilisiert (Lipozyme®) 200 mg
Temperatur: 80°C
Druck: 50 mbar
Dauer: 72 Std.Sterol: cholesterol 77.3 mg (0.2 mmol)
Carboxylic acid ester: 1,8-octanedioic acid dimethylester 1214 mg (1.2 mmol)
Lipase: Rhizomucor miehei lipase, immobilized (Lipozyme®) 200 mg
Temperature: 80 ° C
Pressure: 50 mbar
Duration: 72 hours
Die Aufarbeitung des Produktes erfolgt wie in Beispiel 1 beschrieben, jedoch wird der 1,8-
Octandisäure-dicholesteryldiester mit 20 ml iso-Hexan/Diethylether (9 : 1, v/v) und der 1,8-
Octandisäure-methylcholesteryldiester mit 20 ml iso-Hexan/Diethylether (4 : 1, v/v) eluiert.
Die Analyse erfolgt durch GC und RP-HPLC wie in Beispiel 2 beschrieben.
Ausbeute (isoliert): 60% 1,8-Octandisäure-methylcholesteryldiester
+ 5% 1,8-Octandisäure-dicholesteryldiester (bezogen auf
Cholesterin)
Reinheit (GC, RP-HPLC): < 95% 1,8-Octandisäure-methylcholesteryldiester
< 95% 1,8-Octandisäure-dicholesteryldiester)
Schmelzbereich: 83-84°C 1,8-Octandisäure-methylcholesteryldiester
188-191°C 1,8-Octandisäure-dicholesteryldiesterThe product is worked up as described in Example 1, but the 1,8-octanedioic acid dicholesteryl diester is mixed with 20 ml of iso-hexane / diethyl ether (9: 1, v / v) and the 1,8-octanedioic acid methylcholesteryl diester with 20 ml Iso-hexane / diethyl ether (4: 1, v / v) eluted. The analysis is carried out by GC and RP-HPLC as described in Example 2.
Yield (isolated): 60% 1,8-octanedioic acid methylcholesteryl diester + 5% 1,8-octanedioic acid dicholesteryl diester (based on cholesterol)
Purity (GC, RP-HPLC): <95% 1,8-octanedioic acid methylcholesteryl diester <95% 1,8-octanedioic acid dicholesteryl diester)
Melting range: 83-84 ° C 1,8-octanedioic acid methylcholesteryl diester 188-191 ° C 1,8-octanedioic acid dicholesteryl diester
Claims (6)
Priority Applications (2)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE2000118787 DE10018787A1 (en) | 2000-04-15 | 2000-04-15 | Lipase-catalyzed synthesis of steryl esters, useful e.g. as nutritional supplements to reduce cholesterol levels, by solventless reaction of sterol with carboxylic acid or ester |
DE2001119972 DE10119972A1 (en) | 2000-04-15 | 2001-04-24 | Fatty acid steryl ester preparation in high yield, for use e.g. in pharmaceutical or cosmetic applications, by enzymatic conversion of untreated deodorizer distillates or tall oil using lipase |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE2000118787 DE10018787A1 (en) | 2000-04-15 | 2000-04-15 | Lipase-catalyzed synthesis of steryl esters, useful e.g. as nutritional supplements to reduce cholesterol levels, by solventless reaction of sterol with carboxylic acid or ester |
Publications (1)
Publication Number | Publication Date |
---|---|
DE10018787A1 true DE10018787A1 (en) | 2001-05-03 |
Family
ID=7638907
Family Applications (1)
Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
---|---|---|---|
DE2000118787 Withdrawn DE10018787A1 (en) | 2000-04-15 | 2000-04-15 | Lipase-catalyzed synthesis of steryl esters, useful e.g. as nutritional supplements to reduce cholesterol levels, by solventless reaction of sterol with carboxylic acid or ester |
Country Status (1)
Country | Link |
---|---|
DE (1) | DE10018787A1 (en) |
Cited By (7)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
DE102009032298A1 (en) | 2009-07-09 | 2011-01-13 | Bergander, Klaus, Dr. | Enzymatically preparing thiol-functionalized polyester copolymer, useful as e.g. coating, comprises reacting bifunctional alkane dicarboxylic acid and mercaptoalkane diol in presence of lipase under stirring at high temperature in vacuum |
US7955814B2 (en) | 2003-01-17 | 2011-06-07 | Danisco A/S | Method |
US8163315B2 (en) | 1998-07-21 | 2012-04-24 | Danisco A/S | Foodstuff |
US8192782B2 (en) | 2004-07-16 | 2012-06-05 | Danisco A/S | Enzymatic oil-degumming method |
US8278062B2 (en) | 2003-01-14 | 2012-10-02 | Dupont Nutrition Biosciences Aps | Method of using lipid acyltransferase |
US8440435B2 (en) | 2003-12-24 | 2013-05-14 | Dupont Nutrition Biosciences Aps | Method for reducing 1,2-diglyceride content of an edible oil |
US8652809B2 (en) | 2007-08-17 | 2014-02-18 | Dupont Nutrition Biosciences Aps | Method for producing ultra-heat treatment milk |
-
2000
- 2000-04-15 DE DE2000118787 patent/DE10018787A1/en not_active Withdrawn
Cited By (9)
Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
---|---|---|---|---|
US8163315B2 (en) | 1998-07-21 | 2012-04-24 | Danisco A/S | Foodstuff |
US8278062B2 (en) | 2003-01-14 | 2012-10-02 | Dupont Nutrition Biosciences Aps | Method of using lipid acyltransferase |
US7955814B2 (en) | 2003-01-17 | 2011-06-07 | Danisco A/S | Method |
US8440435B2 (en) | 2003-12-24 | 2013-05-14 | Dupont Nutrition Biosciences Aps | Method for reducing 1,2-diglyceride content of an edible oil |
US8192782B2 (en) | 2004-07-16 | 2012-06-05 | Danisco A/S | Enzymatic oil-degumming method |
US8535900B2 (en) | 2004-07-16 | 2013-09-17 | Dupont Nutrition Biosciences Aps | Lipolytic enzyme uses thereof in the food industry |
US8889371B2 (en) | 2004-07-16 | 2014-11-18 | Dupont Nutrition Biosciences Aps | Lipolytic enzyme: uses thereof in the food industry |
US8652809B2 (en) | 2007-08-17 | 2014-02-18 | Dupont Nutrition Biosciences Aps | Method for producing ultra-heat treatment milk |
DE102009032298A1 (en) | 2009-07-09 | 2011-01-13 | Bergander, Klaus, Dr. | Enzymatically preparing thiol-functionalized polyester copolymer, useful as e.g. coating, comprises reacting bifunctional alkane dicarboxylic acid and mercaptoalkane diol in presence of lipase under stirring at high temperature in vacuum |
Similar Documents
Publication | Publication Date | Title |
---|---|---|
AU686348B2 (en) | Refining oil compositions | |
EP2602308B1 (en) | Lipase-catalysed esterification of marine oil | |
Weber et al. | Cholesterol-lowering food additives: lipase-catalysed preparation of phytosterol and phytostanol esters | |
Haraldsson et al. | The preparation of triglycerides highly enriched with ω-3 polyunsaturated fatty acids via lipase catalyzed interesterification | |
JP4530311B2 (en) | Method for producing glyceride using lipase | |
DE60032337T2 (en) | LIPASE CATALYSED GREASING OF FISH OILS | |
Shimada et al. | Enzymatic synthesis of steryl esters of polyunsaturated fatty acids | |
EP1582594B1 (en) | Enzymatic process for the accelerated synthesis of triglycerides containing polyunsaturated fatty acid | |
Haraldsson et al. | Separation of eicosapentaenoic acid and docosahexaenoic acid in fish oil by kinetic resolution using lipase | |
JPH01165389A (en) | Method for ester interchange of fat and oil | |
US4374776A (en) | Sterol concentrates, the preparation thereof, and their use in the transformation of sterols by fermentation | |
Halldorsson et al. | Separation of EPA and DHA in fish oil by lipase-catalyzed esterification with glycerol | |
EP1792999B1 (en) | Process for the enzymatic synthesis of triglycerides | |
DE10018787A1 (en) | Lipase-catalyzed synthesis of steryl esters, useful e.g. as nutritional supplements to reduce cholesterol levels, by solventless reaction of sterol with carboxylic acid or ester | |
Wongsakul et al. | Lipase‐catalyzed synthesis of structured triacylglycerides from 1, 3‐diacylglycerides | |
JP2000004894A (en) | Production of triglyceride | |
DE10119972A1 (en) | Fatty acid steryl ester preparation in high yield, for use e.g. in pharmaceutical or cosmetic applications, by enzymatic conversion of untreated deodorizer distillates or tall oil using lipase | |
EP0576556A1 (en) | Regioselective synthesis of 1,3-disubstituted glycerides | |
WO2002024935A1 (en) | Method for producing glycerides of conjugated, polyunsaturated fatty acids on the basis of their alkyl esters | |
DE102005061098A1 (en) | Preparation of diglyceride (diacylglycerine), useful as e.g. food additives, comprises enzymatic esterification of free fatty acid from soap stick of the refined fatty acid of vegetable oil, with glycerine in the presence of lipase | |
Lie Ken Jie et al. | Enzymatic enrichment of C20cis‐5 polyunsaturated fatty acids fromBiota orientalis seed oil | |
JPH03133385A (en) | Preparation of glyceride mixture for elevating the content of gamma-linolenic acid and stearidonic acid | |
DE102004007795A1 (en) | Enzymatic transesterification process for the preparation of diglyceride, useful as e.g. food supplements, comprises reaction of triglyceride with monoglyceride in the presence of lipase | |
US20030100044A1 (en) | Selective transesterification of stanols in mixtures comprising sterols and stanols | |
Yamanaka et al. | [37] Regiospecific interesterification of triglyceride with celite-adsorbed lipase |
Legal Events
Date | Code | Title | Description |
---|---|---|---|
OAV | Applicant agreed to the publication of the unexamined application as to paragraph 31 lit. 2 z1 | ||
8122 | Nonbinding interest in granting licenses declared | ||
AG | Has addition no. |
Ref country code: DE Ref document number: 10119972 Format of ref document f/p: P |
|
8139 | Disposal/non-payment of the annual fee |